食事中のヒ素補給は、産卵鶏の肝臓と腎臓で核因子赤血球2-関連因子2を抑制することにより酸化ストレスを誘発します
Mar 28, 2022
コンタクト：joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp：008618081934791
概要
この研究では、産卵能力、卵質、肝臓および腎臓の組織病理学、および肝臓の酸化ストレスに対する食餌性ヒ素補給の影響を調査しました。産卵鶏の腎臓。 さらに、核因子赤血球{{0}}関連因子2（Nrf2）-ケルチ様ECH関連タンパク質1（Keap1）経路を調べて、ストレスの分子メカニズムを明らかにしました。 512羽の40-週齢のHylineWhite産卵鶏が、グループごとに8羽、ペンごとに16羽の4つのグループにランダムに割り当てられました。 4つのグループに投与されたヒ素の用量は0。95、2 0。78、4 0。67、および60。25mg/kgでした。 その結果、ヒ素の栄養補給により、鶏の日の産卵数（P、0。05）、平均卵重（P、0.05）、ハウユニット（P、0.05）、卵白の高さ（P、0.05）が大幅に減少したことが明らかになりました。 、および卵殻強度（P、0.05）。 食事によるヒ素の補給はまた、肝臓におけるヒ素および組織病理学的損傷の蓄積を誘発し、肝臓。 それに応じて、食事中のヒ素補給は、血清アラニンアミノトランスフェラーゼ（P、{{0}}。0 5）、アスパラギン酸アミノトランスフェラーゼ（P、0。0 5）を大幅に強化しました。 、血中尿素窒素（P、{{10}}。05）、および尿酸（P、0。0 5）レベル。 ヒ素曝露後、スーパーオキシドジスムターゼ（SOD）（P、0.05）、カタラーゼ（P、0.01）、グルタチオンレダクターゼ（P、0.05）、グルタチオンペルオキシダーゼ（P、0.05）、およびグルタチオン含有量（P、0.05）の活性はマロンジアルデヒドレベルが肝臓と腎臓で有意に増加した（P、0.05）一方で、有意に減少しました。 腎臓のマンガンスーパーオキシドジスムターゼ遺伝子発現およびSOD活性を除いて、肝臓および腎臓における抗酸化酵素活性と抗酸化酵素遺伝子発現との間に正の相関が生じた。 さらに、肝臓および腎臓のNrf2 mRNA発現は、抗酸化遺伝子発現と正の相関があり、Keap1mRNA発現と負の相関がありました。 要約すると、食餌性ヒ素補給は、産卵鶏の肝臓と腎臓のNrf2-Keap1経路を抑制することによって酸化ストレスを誘発しました。
キーワード：ヒ素、産卵鶏、Nrf 2- Keap1経路、酸化ストレス、腎臓
前書き
近年、環境ハザードは濃度が高くなるにつれて発生することがわかっています。 ヒ素は、家禽の飼料中の濃度が非常に低い場合でも、非常に半金属の毒物です。 システインを含むメチオニン代謝物の合成に必要であるため、家禽におけるその生理学的役割は明確に定義されています。 家禽飼料中のヒ素の推奨濃度は、{{0}}。012〜0.050 mg / kgです（Balo s et al。、2019）。 しかし、以前の調査では、家禽飼料に海藻、炭酸第二銅、硫酸第二銅五水和物、塩化二銅三水酸化物、または炭酸第一鉄が含まれている場合、家禽飼料中のヒ素濃度は動物の許容レベルを超える可能性が高いことが示されました（Adamse et al。、2017） 。 カジら （2013）家禽飼料中のヒ素がブロイラー鶏の健康に影響を与える可能性が高いと報告した。 家禽飼料中の過剰な量のヒ素とその家禽への毒物学的影響は依然として深刻な問題です。 過剰なヒ素が動物に侵入すると、免疫毒性、呼吸毒性、心血管毒性、肝毒性、肝毒性、腎毒性、神経毒性、生殖毒性、遺伝毒性など、さまざまな健康への悪影響を引き起こす可能性があります。 内臓に対するヒ素の毒物学的影響は、主に哺乳類の研究で文書化されており、ヒ素が肝機能および腎臓機能にリスクをもたらすことを示唆している（Waalkes et al。、2004; Mazumder、2005; Zheng et al。、2014）。 それにもかかわらず、産卵鶏の肝臓と腎臓に対する食餌性ヒ素曝露の毒性学的影響はまだ不明である。 動物におけるヒ素の毒性は、酸化ストレスと密接に関連しており、酸化促進剤と抗酸化剤のバランスを崩します（Flora、2011）。 ヒ素が細胞に入ると、細胞内グルタチオン（GSH）と結合または酸化して、フリーラジカルを生成します。 私たちが知っているように、細胞保護遺伝子は、核因子赤芽球2-関連因子2（Nrf2）、活性化タンパク質1、核因子カッパ-Bを含む多くの細胞内転写因子によって調節することができます（Kwak et al。、2001 ）。 転写因子Nrf2は、細胞のストレスレベルを調節する重要な分子です。 静止状態では、Nrf2はケルチ様ECH関連タンパク質1（Keap1）と相互作用します。これは、主に細胞質に存在します。 酸化ストレスが引き起こされると、Nrf2はKeap1分子から分離した後、細胞質から核に移行し、細胞保護遺伝子の発現を活性化します（Motohashi and Yamamoto、2004）。 その後、細胞保護遺伝子は、スーパーオキシドジスムターゼ（SOD）、グルタチオンレダクターゼ（GR）、グルタチオンペルオキシダーゼ（GSH-Px）、カタラーゼ（CAT）などの下流の抗酸化酵素の活性をさらに調節します。 以前の研究では、転写因子Nrf2が哺乳類のヒ素誘発ストレスに関与していることが示されています（Sinha et al。、2013）。 しかし、産卵鶏の酸化ストレス効果に対するヒ素曝露の正確な影響は、とらえどころのないままです。 本研究では、産卵鶏の産卵能力、卵質、血清生化学的指標、肝臓および腎臓の組織病理学的変化、および酸化ストレスに対する食餌性ヒ素補給の影響を調査した。 さらに、Nrf 2- Keap1経路を調べて、肝臓の分子メカニズムを特定し、腎臓産卵鶏の。 この研究は、肝臓および肝臓における食事の過剰なヒ素毒性の生物学的理論に関するいくつかの洞察を提供します。肝臓産卵鶏の。
材料および方法
この研究は、施設内動物管理使用委員会によって承認されました。 動物に対して行われたすべての実験手順は、中国実験動物科学協会に従って実施された。
動物、食事、実験計画
体調が似ている512匹の{{0}}週齢のHylineWhite産卵鶏をランダムに選択し、4つのグループに分けました。 各グループには、16羽の鳥の8つの複製が含まれていました。 ヒ素は、4つの異なる濃度（0、20、40、および60 mg / kg;アルサニル酸の形で）で基本的なトウモロコシ豆の食事に加えられました（補足表1）。 飼料中のヒ素の濃度は、以前の方法論（Dos Passos et al。、2012）に従って水素化物生成原子吸光分析によって測定されました。 4つのグループのヒ素の実際の濃度は0.95、20.78、40.67、および60.25 mg/kgでした。 鳥は、1羽のフィーダーと2羽の乳首を飲む人を備えたケージ（60！50！50 cm3）に入れられ、ケージごとに2羽の雌鶏が飼育されました。 実験期間全体を通して、雌鶏は飼料や飲み物を自由に摂取できました。 1-週間の調整期間と9-週間の正式な実験期間を含め、実験全体が10週間続きました。
産卵性能と卵質
実験期間全体を通して、飼料消費量、鶏の産卵数、卵重（EW）など、産卵成績の指標を毎日記録しました。 各グループの飼料摂取量とEWの測定は、高感度体重計（XS2002S、メトラートレド、チューリッヒ、スイス）を使用して実施しました。 飼料要求率（FCR）は、次の式に従って計算されました。FCR5飼料摂取量（グラム）/卵量（グラム）。 実験終了時の産卵から24時間以内に卵質パラメーターを測定するために、各グループから合計40個の卵をランダムに収集しました。 敏感な体重計（XS2002S、メトラー・トレド）を使用して卵の重さを量りました。 その後、ハウユニット、卵白の高さ、卵黄の色、および卵殻の強度を、デジタル卵テスター（DET6000、Nabel Co. Ltd.、京都、日本）によって決定した。 内膜を伴う卵殻の厚さは、ダイヤルゲージマイクロメーターを使用して、卵の鋭い、中間の、および鈍い領域で決定された（547-350、Mitutoyo、Kawasaki、Japan）、および平均値を統計分析に使用しました。
サンプルのコレクション
飼育実験後、各群から32羽を無作為に選び、首の静脈を切断して安楽死させた。 血液サンプルは滅菌遠心分離管に収集され、血清生化学的指標の測定のために直ちに検査室に運ばれました。 その後、鳥を解剖し、肝臓と腎臓腹腔から除去されました。 肝臓と肝臓サンプルは4つの部分にカットされました。 一部は、組織病理学的検査のために4パーセントのパラホルムアルデヒドですぐに固定されました。 他の3つの部分は、酸化ストレスパラメータ、ヒ素沈着、および遺伝子発現をさらに決定するために、液体窒素にすぐに保存されました。
ヒ素沈着アッセイ
卵の質を測定した後、卵黄を卵白から分離しました。 卵白と卵黄中のヒ素の蓄積は、以前の方法論（Dos Passos et al。、2012）に従って水素化物生成原子吸光分析によって測定されました。 全卵中のヒ素の蓄積は、卵白と卵黄中のヒ素含有量を合計することによって計算されました。 同様の方法で、水素化物生成原子吸光分析を使用して、肝臓および産卵鶏の腎臓（Dos Passos et al。、2012）。
血清生化学的指標の決定
総タンパク質、アルブミン、グロブリン、アラニンアミノトランスフェラーゼ（ALT）、およびアスパラギン酸アミノトランスフェラーゼ（AST）のレベルは、肝機能を評価するための重要な指標です。 これらのパラメーターは、適切なアッセイキット（南京江城生物工学研究所、南京、中国）を製造元の指示に従って使用して測定されました。 血中尿素窒素（BUN）、尿酸（UA）、およびクレアチニン（CT）レベルは、腎機能を評価するための重要な指標であり、検出キット（Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute）を使用して決定されました。
組織病理学的変化
4％のパラホルムアルデヒドで固定された肝臓および腎臓の組織は、70、80、90、95、および100％のエタノールで脱水され、最終的にパラフィンに包埋されました。 組織を6-mmの厚さの切片にスライスし、ヘマトキシリンとエオシンで染色しました。 その後、肝臓の組織病理学的変化の観察および肝臓組織は、光学顕微鏡（オリンパス、ニューヨーク州メルビル）の下で病理学者によって実行されました。
脂質過酸化（LPO）および抗酸化酵素活性アッセイ
SOD、CAT、GR、およびGSH-Pxの活性、および肝臓と腎臓におけるマロンジアルデヒド（MDA）とGSHの含有量は、適切な分析キット（Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute）によって決定されました。 簡単に説明すると、MDA含有量は、チオバルビツール酸とMDAの反応に基づく分光光度法で測定されました（Janero、1990）。 GR活性とGSH含有量は、5、5-ジチオビス（2-ニトロ安息香酸）を使用して決定されました（Carlberg and Mannervik、1985; Abegg et al。、2012）。 SOD活性は、ニトロブルーテトラゾリウム還元とキサンチンオキシダーゼの間の阻害反応に従って決定されました。 CAT活性は、安定した過酸化水素アンモニウムモリブデン酸塩錯体の形成に基づいて決定されました（Aebi、1984）。 GSH-Px活性は、t-ブチルヒドロペルオキシドの還元を評価することによって決定されました（Wheeler et al。、1990）。
トータルRNA分離とリアルタイム定量PCR
全RNAは、Trizol RNAiso Kit（Invitrogen、Carlsbad、CA）を使用して、製造元の指示に従って肝臓および腎臓組織から分離しました。 PrimeScript RT Reagent Kit（TaKaRa、Dalian、China）を使用して、RNAサンプルをcDNAに逆転写しました。 マンガンスーパーオキシドジスムターゼ（MnSOD）、銅-亜鉛スーパーオキシドジスムターゼ（CuZnSOD）、CAT、GR、GSH-Px、Nrf2、Keap1、およびハウスキーピング遺伝子（b-アクチン）のフォワードおよびリバースプライマーを補足表2に示します。遺伝子の存在量は、StepOnePlus Real-Time PCRシステム（ABI 7500、Applied Biosystems、フォスターシティ、カリフォルニア州）によって測定されました。 サイクリング条件は、95℃で30秒間、続いて95℃で5秒間、59℃で10秒間、および72℃で30秒間の35サイクルであった。 mRNA発現の倍数差は、リアルタイムPCR効率を利用した相対定量法を使用して測定し、b-アクチンのレベルに正規化して、すべてのグループ間の相対的なCT変化を比較しました（Livak and Schmittgen、2001）。
統計分析
すべてのデータは平均6SEとして表されます。 統計分析は、SPSSバージョン2 0。0（SPSS Inc.、イリノイ州シカゴ）を使用した一元配置分散分析によって実行されました。 グループ間の差が有意であった場合（P、0。05で示される）、事後多重比較の平均はテューキーの正直に有意な差と比較されました。 ピアソン相関は、2変量相関分析（SPSSバージョン20.0、SPSS Inc.）によって分析されました。 有意係数と相関係数は、それぞれ「p」と「r」で表されます。
結果
産卵能力と卵質は{{0}}。95mg/ kgヒ素群と比較して、60。25mg /で、鶏の産卵数とEWが大幅に減少しました。 kgヒ素グループ（P、0。0 5）。 しかし、食事中のヒ素は飼料摂取量やFCRに影響を与えませんでした（表1）。 {{20}}。95mg/ kgのヒ素グループと比較して、ハウユニットは40。67mg / kg（P、0.05）および60.25mgで大幅に減少しました。 / kg（P、0.05）ヒ素グループ。 さらに、アルバムの高さと卵殻の強度の両方が、0.95 mg/kgのヒ素グループと比較して20.78mg/ kgのヒ素グループで大幅に減少し（P、0.05）、40.67 mg / kgのヒ素グループで横ばいになり、60.25で急激に減少しました。 mg / kgヒ素グループ（P、0.05）。 食餌中のヒ素は卵黄の色や卵殻の厚さに影響しませんでした（表1）
ヒ素の堆積
卵白（P、{{0}}。0 5）、卵黄（P、0。0 5）、および全卵におけるヒ素の沈着（P、0。0 5）食事中のヒ素の投与量が0.95から60.25 mg / kgに増加すると、大幅に増加しました（表2）。 同様に、食事中のヒ素の投与量が0.95から60.25 mg / kgに増加すると、肝臓（P、0.05）および腎臓（P、0.05）でのヒ素の沈着が大幅に増加しました（表2）。
卵の質と卵中のヒ素の沈着との相関分析
卵白中のヒ素の沈着は、ハウユニット（r {{0}}。622、P、0。{{1 0}} 1）、卵白と負の相関がありました。高さ（r 5 20。878、P、0。0 1）、および卵殻強度（r 5 20。897、P、0。{{ 3 0}} 1）。 一方、卵黄へのヒ素の沈着は、ハウユニット（r 5 20。654、P、0.01）、卵白の高さ（r 5 20。893、P、0.01）、および卵黄の強さ（r 5 20。902、P、0.01）。 同様に、全卵中のヒ素の沈着とハウユニット（r 5 20。640、P、0.01）、卵白の高さ（r 5 20。888、P、0.01）の間には負の関係が見られました。 、および卵殻強度（r 5 20。902、P、0.01）（表3）
血清生化学的指標
{{0}}。95mg/ kgヒ素グループのものと比較して、ALTレベルは20。78mg / kg（P、0。{ {16}} 5）、40。67mg / kg（P、0.05）、および60.25 mg / kg（P、0.05）のヒ素グループ。 一方、60.25 mg / kgのヒ素群のASTレベルは、0.95 mg / kgのヒ素群のASTレベルと比較して有意に増加しました（P、0.05）。 食事中のヒ素は、血清中の総タンパク質またはアルブミンレベルに影響を与えませんでした（表4）。
{{0}}。95mg/ kgヒ素グループと比較して、60.25 mg / kgヒ素グループではBUNレベルとUAレベルの両方が有意に増加しましたが（P、0.05）、食事中のヒ素曝露は増加しませんでした。血清中のCTレベルに影響を与えます（表4）。
組織病理学的変化
{{0}}。95mg/ kgのヒ素群では、肝組織の外観は正常で変化していませんでした。 しかし、食事中のヒ素の投与量が20.78から60.25mg/ kgに増加すると、胆管の増殖、肝細胞脂肪症、および中心静脈の変形がより深刻になりました（図1A–1D）。 腎組織の外観は正常であり、0.95 mg/kgのヒ素群では変化していませんでした。 しかし、0.95 mg / kgのヒ素群と比較して、20.78 mg/kgのヒ素群では重度の糸球体収縮がありました。 食事中のヒ素の投与量が40.67から60.25mg/ kgに増加するにつれて、尿細管の肥大、尿細管線維症、およびヒアリン化がより重篤になりました（図1E–1H）。
酸化ストレスバイオマーカー
{{0}}。95mg/ kgヒ素群と比較して、肝臓のMDAレベルは60。25mg / kgヒ素群で有意に増加しました（P、{{12} }。05）、および腎MDAレベルは、20.78 mg / kg（P、0.05）、40.67 mg / kg（P、0.05）、および60.25 mg / kg（P、0.05）ヒ素で有意に増加しました。グループ（図2A）。 肝臓のGSHレベルと肝臓0。95mg/ kgヒ素グループと比較して、2 0 .78 mg / kgヒ素グループで有意に減少しました（P、0。0 5） 、および40。67および60。25mg / kgヒ素グループで横ばい状態になりました（図2B）。 肝臓のSOD活性は、0.95 mg / kgのヒ素群と比較して、40。67mg / kg（P、0.05）および60.25 mg / kg（P、0.05）のヒ素群で有意に減少しました。 腎臓のSOD活性は、0.95 mg/kgのヒ素グループと比較して20.78mg/ kgのヒ素グループで有意に減少し（P、0.05）、40.67および60.25 mg / kgのヒ素グループで横ばい状態になりました（図2C）。 肝臓でのCAT活性と肝臓食事中のヒ素の投与量が{{0}}。95から60。25mg/ kgに増加すると、大幅に減少しました（P、0。0 5、図2D）。 0。95mg/ kgヒ素群と比較して、肝臓と腎臓のGR活性は、60。25mg / kgヒ素群で有意に減少しました（P、0.05、図2E ）。 さらに、0.95 mg / kgのヒ素群と比較して、肝臓のGSH-Px活性は60.25 mg / kgのヒ素群で有意に減少し（P、0.05）、腎臓のGSHPx活性は20.78mg/kgのヒ素群で急激に減少しました。 （P、0.05）、40.67および60.25 mg / kgのヒ素グループで横ばい状態になりました（図2F）。
抗酸化酵素、Nrf2、およびKeap1分子の遺伝子発現
肝臓のCuZnSOD遺伝子発現は、0。95 mg / kgヒ素グループと比較して、2 0 .78 mg / kgヒ素グループで有意に減少しました（P、0。{{16} } 5）そして40。67および60。25mg/kgヒ素グループで横ばい。 腎CuZnSOD遺伝子発現は、4 0 .67 mg / kg（P、0。0 5）および60。25mg / kg（P 、0。0 5）0。95 mg / kgヒ素グループと比較したヒ素グループ（図3A）。 0。95mg/ kgヒ素グループと比較して、肝臓のMnSOD遺伝子発現は20。78mg / kgヒ素グループで有意に減少しました（P、0。{{73 }} 5）そして4{{80}}。67および60。25mg/kgヒ素グループで横ばい。 腎臓のMnSOD遺伝子発現は、グループ間で有意差はありませんでした（図3B）。 肝臓のCAT遺伝子発現は、{{105}}。95mg/ kgヒ素グループ（P、0.05）と比較して、20。78mg / kgヒ素グループで有意に減少し、横ばい状態になりました。 40.67および60.25mg/kgのヒ素グループで。 腎CAT遺伝子発現は、0.95 mg/kgヒ素群と比較して20.78mg/ kgヒ素群で有意に減少し（P、0.05）、40.67 mg / kgヒ素群で横ばい状態になり、60.25 mg/kgで急激に減少しました。 0.95 mg / kgのヒ素グループと比較したヒ素グループ（P、0.05、図3C）。 肝臓と腎臓でのGR遺伝子発現は、0.95 mg/kgヒ素グループと比較して20.78mg/ kgヒ素グループで有意に減少し（P、0.05）、40.67および60.25 mg / kgヒ素グループで横ばいになりました（図3D）。 さらに、肝臓のGSH-Px遺伝子発現は、食事中のヒ素の投与量が0.95から40.67 mg / kg（P、0.05）に増加し、60.25 mg/kgのヒ素グループで横ばいになるにつれて大幅に減少しました。 腎GSH-Px遺伝子発現は、0.95 mg/kgヒ素グループと比較して20.78mg/ kgヒ素グループで有意に減少し（P、0.05）、40.67および60.25 mg / kgヒ素グループで横ばいになりました（図3E）。 肝臓および腎臓におけるNrf2遺伝子発現は、0.95 mg/kgヒ素グループと比較して20.78mg/ kgヒ素グループで有意に減少し（P、0.05）、40.67および60.25 mg / kgヒ素グループで横ばい状態になりました（図4Aおよび4C）。 ）。 対照的に、肝臓と腎臓でのKeap1遺伝子発現は、0.95 mg/kgヒ素グループと比較して20.78mg/ kgヒ素グループで急激に増加し（P、0.05）、40.67および60.25 mg / kgヒ素グループで横ばいになりました（図4Bおよび4D）。
Nrf2-Keap1経路に関連する相関分析
CuZnSODの遺伝子発現（肝臓、r {{0}}。613、P、0.01;肝臓、r {{0}}。687、P、0。{{1 0}} 1）、CAT（肝臓、r 5 0。738、P、 0。01;腎臓、r5 0。90 3、P、0。0 1）、GR（肝臓、 r 5 0。477、P、0.05;腎臓、r 5 0。485、P、0.05）、およびGSH-Px（肝臓、r 5 0。450、P、0.05;腎臓、r 5 0。767、P、0.01）肝臓と腎臓、および肝臓のMnSOD遺伝子発現（r 5 0。707、P、0.01）は、対応するそれらの活性と正の相関がありました。抗酸化酵素。 さらに、Nrf2遺伝子発現はCuZnSODの遺伝子発現と正の相関がありました（肝臓、r 5 0。756、P、0.01;肝臓、r {{0}}。736、P、0。01）、CAT（肝臓、r 5 0。893、P、0.01;肝臓、r{{0}}。740、P、{{10}}。01）、GR（肝臓、r 5 0 .837、P、0.01;腎臓、r 5 0。915、P、0.01）、およびGSH-Px（肝臓、r 5 0 .822、P、0.01;腎臓、r {{17} } .722、P、0.01）肝臓および肝臓、および肝臓のMnSOD遺伝子発現（r {{0}}。720、P、0.01）。 Nrf2とKeap1のmRNA発現の間には負の相関がありました（肝臓、r 5 20。746、P、0.01;肝臓、r {{0}}。771、P、0.01）肝臓と腎臓。 さらに、MnSOD遺伝子発現とSOD酵素活性、またはNrf2mRNA発現との間に相関関係はありませんでした。産卵鶏の腎臓（表5）。
討論
ヒ素は、自然界に遍在する有毒な半金属です。 それは、肝毒性、腎毒性、神経毒性、免疫毒性、心血管毒性、肝毒性、および生殖毒性を含む、ヒトおよび動物にいくつかの毒性を誘発する（Mandal and Suzuki、2002）。 ヒ素は、動物の生殖器系を最も確実に標的とします。 以前の研究では、食事によるロキサルソンへの曝露が産卵率と産卵を妨げることが示されています（Chiou et al。、1999; Zhang et al。、2017）。 この研究では、食事によるヒ素の補給により、産卵やEWなどの産卵能力が大幅に低下しました。 以前の研究では、食事によるヒ素の補給が卵へのヒ素の蓄積を誘発し、卵の質を低下させることがわかっています（Chiou et al。、1998; Zhang et al。、2017）。 本研究では、食事によるヒ素の補給により、ハウユニット、卵白の高さ、卵殻の強度が大幅に低下しました。 卵黄の色と卵殻の厚さを除いて、卵中のヒ素の沈着と卵の品質パラメータとの間に負の相関が見られました。 これは、ハウユニット、卵白の高さ、および卵殻の強度が、卵中のヒ素の沈着によって影響を受ける可能性があることを示唆しています。 ご存知のように、卵殻のパリセード層の厚さは卵黄の厚さの決定要因であり（Ruiz and Lunam、2000）、色素沈着が卵黄の色を決定します。 したがって、我々は、食餌性ヒ素補給は産卵鶏の卵における色素沈着の柵層の厚さに影響を与えないかもしれないと推測した。 新たな証拠は、ヒ素曝露後の哺乳動物に肝障害および腎障害が一般的であることを示しています（Liu and Waalkes、2008; Huang et al。、2009）。 以前の研究では、ヒ素曝露が肝臓の組織病理学的病変を誘発することが示されました。これには、Channa punctatusの核溶解、アポトーシス、肝細胞の壊死を伴う組織の方向転換、肝白斑、空胞化が含まれます（Roy and Bhattacharya、2006）。 この研究では、食事中のヒ素の投与量が20.78から60.25 mg / kgに増加するにつれて、胆管の増殖、肝細胞脂肪症、および肝臓の中心静脈の変形に深刻な変化が見られました。 Roy and Bhattacharya（2006）はまた、ヒ素への曝露が糸球体の収縮、尿細管の不規則性、およびボーマン嚢の増加を引き起こすことを発見しました。 今回の調査では、食事中のヒ素の投与量として
20.78から60.25mg/ kgに増加すると、尿細管の拡大、糸球体の収縮、尿細管の線維化およびヒアリン化を含む腎の組織病理学的変化は非常に深刻であり、これは以前の研究と一致しています（Roy and Bhattacharya、2006）。 以前の報告によると、血清ASTおよびALTレベルは、肝炎症反応および線維症の代理マーカーであることが証明されています（Wang et al。、2008; Khattab et al。、2015）。 この研究では、血清中のASTおよびALTレベルの増加は、ヒ素曝露後に肝臓の炎症反応が強まったことを意味し、これは産卵鶏の肝臓で観察された組織病理学的変化と一致していました。 Patel and Kalia（2013）はまた、ヒ素誘発性肝毒性がWistarラットの血清ALTおよびASTレベルの増加によって現れることを発見した。 腎機能は、血清中のBUN、CT、およびUAレベルによって定期的に監視されます。 血清BUNおよびUAレベルが大幅に増加し、食事中のヒ素補給後に血清CTレベルが増加する傾向があることを発見しました。これは、肝臓ダメージ産卵鶏におけるヒ素曝露に起因し、これは以前の研究と一致している（Liu et al。、2000）。 ヒ素曝露によって誘発される組織損傷が酸化ストレスと密接に関連していることは十分に確立されています（Jomova et al。、2011）。 酸化ストレスが引き起こされると、細胞内活性酸素種（ROS）がLPOを誘発し、細胞内MDAレベルで監視できます（Storey、1996）。 この研究では、肝臓と腎臓のMDAレベルは、食事中のヒ素補給後に有意に増加しました。これは、肝臓の酸化的損傷を示している可能性のあるLPOの増加があったことを意味します。産卵鶏の腎臓。GSHは、細胞内酸化ストレスの調節にも重要な役割を果たします（Finkel and Holbrook、2 0 00）。 0.95 mg / kgヒ素群と比較して、GSHレベル
高濃度のヒ素で処理されたグループでは有意に減少しました。これは、ヒ素がGSHと結合して、肝臓の抗酸化能力を弱める可能性があることを示唆しています。肝臓。フローラ等。 （1997）ヒ素曝露がGSH濃度を低下させ、肝臓に顕著な病変を生じさせることを報告し、腎臓ラットの。 さらに、細胞内抗酸化酵素システムは、SOD、CAT、GR、GSH-Pxなどの酸化ストレスから保護するための保護的役割を果たします（Finkel and Holbrook、2000）。 この研究では、ヒ素の栄養補給により、産卵鶏の肝臓と腎臓におけるSOD、CAT、GR、およびGSH-Pxの活性が大幅に低下しました。 抗酸化システムが過剰な細胞内ROSを中和できない場合、LPOによって酸化的損傷が発生し、LPOが抗酸化酵素の活性を弱める可能性があります。 以前の研究でも同様に、ヒ素がラットの腎臓に酸化ストレスを誘発することが報告されています（Sener et al。、2016）。 抗酸化酵素はタンパク質であり、転写レベルで遺伝子によって調節されている可能性があります。 本研究では、ヒ素曝露により、CuZnSOD、CAT、GR、およびGSHPxのmRNA発現が大幅に減少しました。 さらに、CuZnSOD、CAT、GR、およびGSH-Pxの遺伝子発現は、抗酸化酵素の活性と正の相関があり、ヒ素曝露がmRNA発現を阻害することによって抗酸化酵素の活性を低下させたことを意味します。 同様に報告された抗酸化酵素の活性と、水銀曝露後の産卵鶏の肝臓および腎臓における遺伝子発現との相関関係。 ただし、食事中のヒ素補給は、MnSODの発現に影響を与えませんでした。肝臓。これは、SODにいくつかのアイソザイムがあり、その活性がMnSOD遺伝子の影響を受けないためである可能性があります。 Nrf2は、酸化ストレスに対する防御システムにおいて重要な役割を果たします。 基本的な条件下では、Nrf2は細胞質内のKeap1に結合します。 細胞内ROSレベルがKeap1の反応性チオール基を修飾するのに十分な高さになると、Nrf2ははるかに簡単に核に移行し、そこで抗酸化剤応答性を刺激します
要素になり、下流の保護遺伝子を活性化します（Sinha et al。、2013）。 この研究では、ヒ素への曝露により、Nrf2遺伝子の発現と下流の抗酸化酵素の発現が大幅に減少することがわかりました。 砒素曝露後のNrf2および下流の抗酸化酵素遺伝子のダウンレギュレーションは、砒素が肝臓でのNrf2遺伝子発現を抑制することによって抗酸化酵素遺伝子の発現を阻害したことを示唆しました。肝臓。 さらに、Keap1gene発現の増強は、Nrf2および抗酸化酵素遺伝子発現と負の相関があり、細胞質Keap1のアップレギュレーションが細胞質から核へのNrf2転座を促進することを意味します（Kensler et al。、2007）。 同様の研究は、細胞内Nrf 2- Keap1経路がヒ素曝露に応答して不活性化されることを報告しました（Janasik et al。、2018）。 それにもかかわらず、以前の研究では、ヒ素への曝露がNrf 2- Keap1経路を強化して、酸化的損傷から保護することも報告されています（Massrieh et al。、2006）。 これらの調査結果は、この研究と矛盾していません。 酸化ストレスの初期段階では、酸化ストレスを防ぐためにNrf2-Keap1の保護効果が活性化される可能性があります。 それにもかかわらず、Nrf 2- Keap1経路は、高用量のヒ素への持続的曝露によって誘発される酸化的損傷に抵抗しない可能性があります（Kensler et al。、2007）。 その後、Nrf 2- Keap1経路が阻害され、産卵鶏の肝臓と腎臓で細胞内の酸化的損傷またはアポトーシスさえも発生する可能性があります。 現在の結果を考慮して、この研究は、産卵鶏におけるヒ素曝露下での肝臓および腎臓の抗酸化防御のいくつかの新しい証拠を提供し、ヒ素誘発性酸化ストレスにおけるNrf2-Keap1経路の中心的な役割を初めて解明します。 要約すると、食餌性ヒ素補給は産卵鶏の産卵能力と卵質を低下させた。 組織病理学的損傷は肝臓で発生し、肝臓食事中のヒ素曝露後。 さらに、食餌性ヒ素曝露は、産卵鶏のNrf 2- Keap1経路を損なうことにより、肝臓および腎臓の酸化ストレスを誘発しました。
