Cistanches Herbaは、おそらくミトコンドリアの脱共役により、高脂肪食で誘発された肥満マウスの体重増加を減少させます

連絡先：Audrey Hu Whatsapp / hp：0086 13880143964メール：audrey.hu@wecistanche.com

Hoi Shan Wong、Jihang Chen、Pou Kuan Leong、Hoi Yan Leung、Wing Man Chan、Kam Ming Ko

*香港科技大学、香港、中国の生命科学部。

概要：

から単離された半精製画分ホンオニクハーブ（HCF1）は、H9c2細胞およびラットの心臓でミトコンドリアの脱共役を誘導することが以前に発見されました。 したがって、HCF1は、高脂肪食（HFD）によって誘発される肥満に対して減量効果をもたらすと仮定しました。 この仮説を検証するために、HFD誘発性肥満のマウスモデルを確立し、HCF1が通常食（ND）を与えられたマウスとHFDを与えられたマウスに及ぼす影響を調べました。 この研究では、HCF1の長期治療により、オスとメスのマウスのHFD誘発性肥満に対する体重減少効果が得られました。 HCF 1-によって誘発された体重減少は、HFDを与えられた動物のインスリン感受性の改善と関連していた。 HCF1によってもたらされる減量効果の根底にある作用機序を理解するために、ミトコンドリアの脱共役に対するその効果を調べた。 胆汁酸封鎖剤であるコレスチラミン（CT）との比較研究も実施されました。 調査結果は、HCF 1-によって誘発された体重減少は、おそらくマウス骨格筋におけるミトコンドリア脱共役の誘発を介して、エネルギー消費の増加によって媒介された可能性が高いことを示しました。 したがって、私たちの調査結果は、肥満と、糖尿病、心血管疾患、メタボリックシンドロームなどの関連する健康への影響を防ぐためのHCF1の潜在的な使用を示唆しています。

キーワード： Cistanches Herba、 ウェイト・コントロール、ミトコンドリアの脱共役、ミトコンドリア脱共役タンパク質3

cistanchetubolosaの健康上の利点

Chengdu Wecistancheは、主に健康的な生活のためにCistanche製品を製造しています。

序章

肥満は、脂肪組織やその他の臓器に脂肪が異常に蓄積し、健康に悪影響を与えることを特徴としています。 現在の調査結果は、座りがちな生活様式と豊かな社会における食事構成の変化が肥満の流行を引き起こし、同時にメタボリックシンドロームなどのさまざまな非感染性肥満関連の慢性疾患の発生率が増加することを示しました（Shi et al。、2012） 。 2007年に実施された国民健康栄養調査（NHANES）は、世界の肥満の有病率が30％を超え、今後20年間でさらに33％増加すると予想されていることを示しました（Finkelstein et al。、2012）。 肥満の発症は、子供と青年の太りすぎと肥満の傾向に反映されているように、若い人口にもシフトします（McTigue、Garrett、＆Popkin、2002）。 これらの調査結果は、肥満の医療への潜在的な負担とそれに関連する健康への影響を予測しており、肥満人口の規模を早急に管理する必要があることを示唆しています。

肥満の管理には、長期的な介入と学際的なアプローチが必要です。 肥満の流行を考えると、実行可能な非治療的および/または治療的介入の探索は集中的な研究の領域でした。 この戦略は主に、エネルギー消費の増加またはエネルギー摂取の削減によるエネルギーバランスの確立に焦点を合わせています。 食事の補充、運動、腸管吸収の阻害および交感神経系の活性化を含むさまざまなアプローチの中で、化学的脱共役剤の使用またはミトコンドリア脱共役タンパク質（Cerqueira、Laurindo、およびKowaltowski、2011; Clapham et al。、2000）は、体重減少の効果的な手段であることが証明されています（Clapham et al。、2000; Diehl＆Hoek、1999; Harper、Dickinson、＆Brand、2001; Li et al。、 2000）。 ミトコンドリアの脱共役とは、エネルギーを生成する電子伝達プロセスとミトコンドリア内のADPのリン酸化との間の脱共役を引き起こすプロセスを指します。 代替のプロトンコンダクタンス経路を提供することにより、ミトコンドリアの脱共役は、プロトン勾配の散逸とより速い酸素消費速度を引き起こします（Brand et al。、2005）。 脱共役条件下では、ATP合成の減少はミトコンドリア膜電位の低下と関連しており、プロトン勾配に蓄積された位置エネルギーは熱として放散されます。 プロトン輸送のこの無益回路は、さまざまな組織、特に代謝で生成される総エネルギーの約20％を消費する骨格筋で代謝エネルギーの高い割合を消費します（Chan、Wei、Chigurupati、およびTu、2010; Korshunov、Skulachev、およびStarkoc 、1997）。 ミトコンドリアのプロトン漏出の調節は基礎代謝率を増加させ、それは毎日のエネルギー消費のかなりの部分に寄与し、その後燃料分子（酪酸など）の使用が増加し、したがって体重減少を引き起こします（Ricquier＆Bouillaud、2000 ）。

Cistanche deserticola YCMaの乾燥した全植物であるCistanchesHerbaは、伝統的な漢方薬の「陽を活気づける」強壮ハーブです。 ハーブはまた、中国で何百年もの間、腎臓欠乏症の治療のための健康食品として使用されてきました。 私たちの最近の発見は、Cistanches Herba（HCF1）の半精製画分が、H9c2細胞とラットの心臓でミトコンドリアの脱共役を誘発することを示しました（Wong＆Ko、2013）。 また、HCF1の長期投与（1日量1.14および11.4 mg / kg、連続14日間）により、ラットの腎臓および肝臓から分離されたミトコンドリアに脱共役効果が生じることも実証されました。これは、これらのATPレベルの低下によって間接的に証明されています。組織（未発表データ）。 ミトコンドリア脱共役の誘導が体重減少の効果的な手段であることを考えると（Clapham et al。、2000; Diehl＆Hoek、1999; Harper et al。、2001; Li et al。、2000）、HCF1も骨格筋におけるミトコンドリアの脱共役、結果としての体重減少。 仮説を検証するために、高脂肪食（HFD）誘発性肥満のマウスモデルを確立し、通常食（ND）給餌およびHFD給餌マウスに対するHCF1の影響を調査しました。 さらに、HCF1と胆汁酸封鎖剤コレスチラミン（CT）の効果の比較研究（Chen et al。、2010; Yamato et al。、2012）も実施され、HCF1によってもたらされる体重減少効果を特徴づけました。

cistancheステム

2。材料と方法

2.1。 ハーブ抽出

Cistanches Deserticola YC Ma（ハマウツボ科）の乾燥した全植物であるCistanches Herbaは、地元​​のハーブディーラー（Lee Hoong Kee）から購入しました。 ハーブはサプライヤーによって認証され、バウチャー標本（HKUST00301）が香港科技大学（HKUST）の生命科学部に寄託されました。 Cistanches Herbaエタノール抽出物は、前述のように（Leung＆Ko、2008）、78度で2時間還流下で加熱することにより、粉砕したハーブ材料をエタノール抽出することにより得られ、収率は14％（w / w）でした。 抽出物は、シリカゲルクロマトグラフィーを使用してさらに分画されました（Wong＆Ko、2013）。 抽出収率が1.14パーセントのHCF1が得られた。 溶媒を減圧下50度で蒸発させて抽出物を乾燥させ、乾燥した抽出物を使用するまで-20度で保存した。

2.2。 化学薬品

Bio-Radアッセイ試薬は、Bio-Rad Laboratories（Richmond、CA、USA）から購入しました。 LabAssay™トリグリセリド（290-63701）、LabAssay™コレステロール（294-65801）、およびHDL-コレステロールEテストキット（431-52501）は、和光大阪店から購入しました。 抗UCP3（E -18）抗体（カタログ番号sc -31387）は、Santa Cruz Biotechnology（Santa Cruz、CA、USA）から購入しました。 他のすべての化学物質はSigma（セントルイス、ミズーリ州、米国）から購入しました。

2.3。 動物の世話

ICRマウス（8週間、オスは30〜35 g、メスは25〜30 g）を、約22度の空気/湿度制御された部屋で、12-時間の暗/明サイクルで維持し、餌を与え、 HKUSTの動植物ケア施設（APCF）の水は自由に摂取できます。 すべての実験手順は、研究実践委員会（HKUST）によって承認されました（動物プロトコル承認番号2013049;承認日：2013年9月25日;実験期間：3年）。

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2.4。 治療プロトコル

HFD誘発性肥満に対するHCF1の効果を調べるために、オスまたはメスのICRマウスをランダムに8つのグループに割り当て、それぞれに10〜15匹のマウスを配置しました。 （2）NDと低用量のHCF1（HCF1 L）（1日量1.5 mg / kg）。 （3）NDと中用量のHCF1（HCF1 M）（1日量15 mg / kg）。 （4）NDと高用量のHCF1（HCF1 H）（1日量45 mg / kg）。 （5）HFD（脂肪に由来する60％のエネルギー、Research Diet Inc.から購入、製品番号D12492）コントロール。 （6）HFDとHCF1 L; （7）HFDとHCF1 M; （8）HFDとHCF1H。食餌誘発性の体重変化と体重減少介入に対する反応性の性差がラットとヒトで報告されたため（Rodriguez＆Palou、2004; Rodriguez、Quevedo-Coli、Roca、＆Palou、 2001）、我々は雄と雌の両方のマウスに対するHCF1の影響を調査することに興味を持った。 HCF1の用量は、ミトコンドリアの脱共役ラット心臓を誘導するための実効線量から導き出されました（Wong＆Ko、2013）。 HCF1併用治療群では、マウスにHCF1を胃内投与し、週5日で8週間投与しました（すなわち、40回投与）。 対照マウスはビヒクル（オリーブオイル）のみを投与された。 実験中、マウスの体重と摂餌量を毎週モニターした。 体重の変化は、時間（1〜8週）に対する初期体重の割合をプロットしたグラフの曲線下面積（AUC）を計算することによって定量化され、任意の単位で表されました。 血液サンプルは、心臓穿刺によって一晩絶食したフェノバルビタール麻酔マウスからHCF1を最後に投与してから24時間後に採取されました。 次に、マウスを頸椎脱臼により犠牲にした。 腓腹筋のサンプルは、さらなる生化学的分析のために切除されました。 脂肪パッド（性腺、後腹膜、腸間膜脂肪）を解剖し、重さを量りました。 体重に対する特定の脂肪パッド重量の比率が推定され、脂肪パッド指数として表された。 HFDを与えられた肥満のオスのマウスに対するCTの効果を調べるために、オスのマウスにCT（水に懸濁）を1日量300 mg/kgで胃内投与しました。

2.5。 サンプル準備

血漿サンプル、骨格筋ホモジネート（核を含まない画分）、および骨格筋ミトコンドリアは、以前に記載されたように得られた（Leong et al。、2013）。

2.6。 生化学的分析

2.6.1。 血漿グルコースおよび脂質含有量

血漿グルコースレベルは、グルコース（ヘキソキナーゼ）アッセイキット（Sigma、セントルイス、ミズーリ州、米国）によって測定された。 グルコースの量は、1.5 mM NAD、1。0 mM ATP、1。0ユニット/ mLヘキソキナーゼ、および1。0ユニット/を含む反応混合物の添加によって評価されました。 mLグルコース-6-リン酸デヒドロゲナーゼ。 340 nmでの吸光度の変化は、Victor V3マルチラベルカウンター（Perkin Elmer、Santa Clara、CA、USA）によって分光光度的にモニターされました。

血漿トリグリセリド（TG）、総コレステロール（TC）、および高密度リポタンパク質-コレステロール（HDL）レベルは、アッセイキットを使用して測定されました。TG：LabAssayTMトリグリセリド、TC：LabAssayTMコレステロール。 HDL-C：HDL-コレステロールEテストキット。 TG、TC、およびHDLの含有量は、対応するアッセイキットによって提供される色原体試薬を追加することによって評価されました。 600 nmでの吸光度の変化をモニターしました（Siddiqua、Hamid、Ar-Rashid、Akther、およびChoudhuri、2010年）。 低密度リポタンパク質-コレステロール（LDL）レベルは、Friedewaldの式によって推定されました。

LDL=TC-（HDLとTG / 5）

2.6.2。 骨格筋におけるホスホフルクトキナーゼ（PFK）活性

PFK活性は、1 mMフルクトース-6-リン酸、1 mM ATP、0 .5 mM NADH、2 mU / mLアルドラーゼ、2 mU / mLトリオースリン酸イソメラーゼ、2mUを含む反応混合物を混合することによって評価しました。アッセイバッファー（50 mM Tris-HCl、5 mM MgCl2、5 mM（NH4）2SO4、pH 7.4）中の/ mLグリセロホスフェートデヒドロゲナーゼと骨格筋の無核画分（50ugタンパク質/mL） 200μL。 次に、340 nmでの吸光度の変化を監視することにより、NADH酸化を測定しました（Coelho、Costa、およびSola-Penna、2007年）。

2.6.3。 クエン酸シンターゼ（CS）活性

CS活性を測定するための反応混合物は、{{0}}。1 M Trisバッファー（pH 8。0）、0。058mMアセチルを混合することによって調製しました。 -CoA、および0.1 mM 5,5'-ジチオビス-（2-ニトロ安息香酸）（DTNB）。 オキサロ酢酸（最終濃度：0.5mM）の添加により反応を開始した。 412 nmでの吸光度は、30秒ごとに30度で3分間記録されました（Carter、Rennie、Hamilton、およびTarnopolsky、2001; Holloway、Bonen、およびSpriet、2009）。

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2.6.4。 -ヒドロキシアシル-コエンザイムAデヒドロゲナーゼ（-HAD）活性

-HAD活性は、アッセイバッファー（100mMリン酸カリウムバッファーと2mMエチレンジアミン四酢酸（EDTA）、pH 7.3）に100μMアセトアセチルCoAと100μM-NADHを含む反応混合物を混合することによって測定しました。 340 nmでの吸光度の変化を、30度で2分間モニターしました（Holloway et al。、2006）。

2.6.5。 カルニチンパルミトイルトランスフェラーゼ（CPT）活性

CPT活性の評価は、パルミチル-CoAからのCoA-SHのCPT触媒による生成に基づいていました。 反応混合物（16 mM Tris、2.5 mM EDTA、2 mMDTNBおよび50μMパルミトイル-CoA、pH 8.0）にL-カルニチン（最終濃度6μM）を加えることにより、反応を開始しました。 412nmでの吸光度を30度で180秒間モニターしました。 酵素活性の推定には、5'-チオ-2-ニトロ安息香酸（最終生成物）のミリモル吸光係数13.6mM-1cm-1を使用しました。 CPT活性の1単位は、1分間に1 nmolのCoA-SHの放出を触媒する酵素の量として定義されます（Karlic、Lohninger、Koeck、およびLohninger、2002年）。

2.6.6。 ミトコンドリア呼吸

マウス骨格筋から分離されたミトコンドリアの呼吸数は、Wong and Ko（2 0 13）によって説明されているように決定されました。 簡単に言えば、ミトコンドリア呼吸は、クラーク型電極（Hansatech Instruments、ノーフォーク）によって30度でポーラログラフ的に測定されました。 ミトコンドリア画分（1mgタンパク質/mL）を呼吸バッファー（30 mM KCl、6 mM MgCl2、75 mMスクロース、1 mM EDTA、20 mM KH2PO4、pH 7.0）でインキュベートしました。 15mMピルビン酸ナトリウムと5mMリンゴ酸ナトリウムを含む基質溶液を加えた。 平衡化後、ADP（最終濃度0.6 mM）を添加して状態3の呼吸を開始しました。 追加されたADPのすべてがATP生成に使い果たされたとき、オリゴマイシンが追加されて、状態4の呼吸を誘発しました。 呼吸制御比（RCR）は、状態3と状態4の呼吸数の比を計算することによって推定されました（Jiang et al。、2009）。

2.6.7。 UCP3式

UCP3レベルは、10％アクリルアミドの分離ゲルを使用した、ミトコンドリア画分のSDS-PAGE分析に続く抗UCP3（E -18）抗体を使用したウエスタンブロット分析によって推定されました。 マウス骨格筋（100 g）から分離したミトコンドリア画分をロードし、参照用のマーカーとしてチトクロームcオキシダーゼ（COX）を使用しました。 免疫染色されたタンパク質バンドをデンシトメトリー（Quantiscan、Biosoft、Cam bridge、GB、UK）で分析し、UCP3の量（任意単位）をサンプルのCOXレベル（任意単位）を基準にして正規化しました。

2.7。 タンパク質アッセイ

タンパク質濃度は、Bio-Radタンパク質アッセイキットを使用して決定しました。 タンパク質濃度は、標準としてウシ血清アルブミン（BSA）を使用した検量線から決定されました。

2.8。 統計分析

特に指定のない限り、すべてのデータは平均±平均の標準誤差（SEM）として表されました。 データは一元配置分散分析（一元配置分散分析）によって分析され、グループ間の差異はp<>

Cistancheハーブ

3.結果

3.1。 ND給餌およびHFD給餌マウスの体重に対するHCF1の影響

ND食餌は、8-週間の実験の過程で、オスとメスのマウスの体重をわずかに増加させました（それぞれ13％と10％）（図1a）。 HFDは体重の増加を早め、刺激の程度は、それぞれのND動物と比較した場合、オスとメスのマウスでそれぞれ269％と320％でした（図1a）。 8-週間の実験中の体重の変化を定量化し、任意の単位で表した。 HCF1治療は、NDを与えられたオスのマウスの体重増加を完全に抑制しました（図1b）。 HCF1治療はまた、HFDを与えられたマウスの体重増加を用量依存的に抑制し、抑制の程度は、オスとメスの両方のマウスで45 mg / kgでそれぞれ100％と61％でした（図1b）。 未処理のND給餌マウスと比較した場合、HFD給餌および/またはHCF1同時処理で、摂餌量に有意な変化は観察されませんでした（データは示していません）。

図1-ND給餌およびHFD給餌マウスの体重変化に対するHCF1の影響。 8-週間の実験期間中、体重を毎週監視しました。 （a）体重変化の時間経過は、混合設計ANOVAによって分析され、グループ間の差はテューキー範囲検定によって検出されました。 データは、それぞれの初期体重に対するパーセント対照で表された。 （b）体重変化は、材料と方法に記載されているように定量化されました。 データは、NDコントロールに対するパーセントコントロールで表されました[コントロールAUC値（任意単位）：男性= 777。6±10。4; 女性{{10}}。0±8.0]。 記載されている値は平均±SEM、n= 15です。 *NDコントロールとは大幅に異なります。 ＃HFDコントロールとは大幅に異なります（p <>

3.2。 ND給餌およびHFD給餌マウスの脂肪パッド指数に対するHCF1の影響

脂肪蓄積に対するHCF1の効果も調べた。 HFDは、オス（それぞれ346パーセントと325パーセント）とメス（それぞれ248パーセントと257パーセント）のマウスの皮下脂肪指数と内臓脂肪指数の有意な増加を誘発しました（図2）。 HCF1治療は、ND給餌マウスの皮下脂肪および内臓脂肪に影響を与えませんでしたが、HFDによる体重増加を阻害するHCF1の能力は、両方の減少によって示されるように、体脂肪量の減少と関連していました。 HFDを与えられた男性の皮下脂肪と内臓脂肪（45mg / kgでそれぞれ42％と49％）とHFDを与えられた雌マウスの内臓脂肪（45mg / kgで53％）（図2） 。

図2–ND給餌およびHFD給餌マウスの脂肪パッド指数に対するHCF1の影響。 皮下脂肪と内臓脂肪の質量は、材料と方法に記載されているように測定されました。 データは、NDコントロールに対するパーセントコントロールで表されました。 記載されている値は平均±SEM、n= 15です。 *NDコントロールとは大幅に異なります。 ＃HFDコントロールとは大幅に異なります（p <>

3.3。 ND給餌およびHFD給餌マウスの血漿グルコースおよび脂質含有量に対するHCF1の効果

HCF1処理は、NDを与えられたオスとメスのマウスの血漿グルコースと脂質含有量を変化させませんでした（図3）。 HFD給餌は、それぞれのNDコントロールと比較した場合、オスとメスのマウスで血糖値の有意な上昇（それぞれ39％と29％）を引き起こしました（図3a）。 HCF1 Hは、HFDによって誘発された血糖値の上昇（それぞれ41％と64％）をオスとメスのマウスで逆転させました（図3a）。 HFDはまた、それぞれのNDコントロールと比較した場合、オスとメスのマウスの血漿TGレベルを有意に上昇させました（それぞれ38％と53％）（図3b）。 HCF1LおよびHCF1Mは、HFDを与えられたオス（それぞれ135および192）およびメス（それぞれ103および146パーセント）のマウスにおいて、HFDによって誘発される血漿TGレベルの上昇を有意に抑制しました（図3b）。 HCF1 Hは、未処理のHFDコントロールと比較した場合、HFDを与えられた雌マウスの血漿TGレベルの有意な上昇（21パーセント）を引き起こしました（図3b）。 血漿TGに加えて、血漿TCレベルの有意な増加もHFD給餌後に観察され、増加の程度はオスとメスのマウスでそれぞれ73％と100％でした（図3c）。 血漿TCレベルの上昇は、HFDを与えられたオス（29％）とメス（49％）の両方のマウスで血漿HDL / LDL比の有意な低下と関連していました（図3d）。 HCF1MおよびHCF1Hは、未処理のHFDと比較した場合、HFDを与えられたオスのマウスの血漿TCレベルのHFD誘発性の増加を減少させ、血漿HDL / LDL比の同時上昇（それぞれ255％および212％）を伴いました。コントロール（図3cおよび3d）。 HCF1LおよびHCF1Mは、雌マウスの血漿TCレベルのHFD誘発性上昇を抑制し（それぞれ22％および32％）、血漿HDL / LDL比の変化は観察されませんでした（図3cおよび3d）。

図3–ND給餌およびHFD給餌マウスの血漿グルコースおよび脂質含有量に対するHCF1の影響。 血漿グルコース、TGおよびTCレベルは、材料および方法に記載されているように測定された。 データは、NDコントロールに対するパーセントコントロールで表されました[コントロール血漿グルコースレベル（mg / dL）：男性= 91。1±3.3、女性= 86。0±2.3; コントロール血漿TGレベル（mg / dL）：男性= 52。0±1.7、女性= 95。8±4.1; コントロール血漿TCレベル（mg / dL）：男性{{2 0}}。8±4.3、女性= 118。6±5.4]。 記載されている値は平均±SEM、n= 15です。 *NDコントロールとは大幅に異なります。 ＃HFDコントロールとは大幅に異なります（p <>

3.4。 ND給餌およびHFD給餌マウスの肝脂質含有量に対するHCF1の効果

HCF1治療は、NDを与えられたマウスの肝臓のTGおよびTCレベルを変化させませんでした（図4）。 HFDの消費は、それぞれのNDコントロールと比較した場合、オスとメスのマウスで肝臓のTGレベルを有意に上昇させました（それぞれ108％と135％）（図4a）。 一方、HCF1 Hは、未処理のHFDコントロールと比較した場合、雄マウスの肝TGレベルのHFD誘発性上昇を抑制しました（54％）（図4a）。 一方、HCF1 Hは、それぞれの未処理のHFDコントロールと比較した場合、HFDを与えられた雌マウスの肝TGレベルをさらに増加させました（14％）（図4a）。 HFDはまた、オスとメスのマウスで肝臓のTCレベルの有意な増加（それぞれ48％と26％）を引き起こしました（図4b）。 HCF1LとHCF1Hは、HFDを与えられたオスのマウスの肝TCレベルのHFD誘発性の上昇を有意に抑制しましたが（それぞれ42％と44％）、HCF1 Hだけが、HFDを与えられたメスのマウスに同様の効果をもたらすことができました。抑制度は62％です（図4b）。

図4–ND給餌およびHFD給餌マウスの肝脂質含有量に対するHCF1の影響。 肝臓のTGおよびTCレベルは、「材料と方法」で説明されているように測定されました。 データは、NDコントロールに対するパーセントコントロールで表されました[コントロール肝TGレベル（g / mgタンパク質）：男性= 31。7±1.6、女性= 38。5±1.7; コントロール肝TCレベル（g / mgタンパク質）：男性= 12。8±0。4、女性= 17。9±1.2]。 記載されている値は平均±SEMで、n{{20}}です。 *NDコントロールとは大幅に異なります。 ＃HFDコントロールとは大幅に異なります（p <>

3.5。 ND給餌およびHFD給餌マウスから分離された骨格筋の代謝酵素活性に対するHCF1の効果

HCF1治療は、NDを与えられたオスまたはメスのマウスの骨格筋のPFK活性を刺激し、オスのマウスへの影響がより顕著でした（45 mg / kgで55％対20％の増加）（図5a）。 HFDの摂取により、オスとメスのマウスでPFK活性が大幅に抑制されました（それぞれ16％と17％）（図5a）。 HCF1 Hは、HFDを与えられたオスとメスのマウスでHFDによって誘発されたPFK活性の抑制を逆転させました（それぞれ153％と100％）（図5a）。 HFDとHCF1の両方の治療は、それぞれの未治療のNDコントロールと比較した場合、オスまたはメスのマウスの骨格筋のCS活性に検出可能な影響を与えませんでした（図5b）。 HCF1は、NDを与えられたオスまたはメスのマウスの骨格筋の-HAD活性に影響を与えませんでした（図5c）。 HFD給餌は、未処理のNDコントロールと比較した場合、オスとメスのマウスで-HAD活性を刺激しました（それぞれ47％と21％）（図5c）。 HCF1は、試験したすべての用量で、雄マウスの-HAD活性におけるHFD誘発刺激を有意に阻害し、未処理のHFD対照と比較した場合、阻害の程度は62％でした（図5c）。 HCF1処理は、ND給餌およびHFD給餌の雌マウスで-HAD活性に有意な変化をもたらさなかった（図5c）。 HCF1 Hは、NDを与えられたオスのマウスの骨格筋のCPT活性を（16％）大幅に減少させましたが（図5d）、HCF1LとHCF1Mは、NDを与えられたマウスのCPT活性を24％と22％大幅に増加させました。 ND対照と比較した場合の雌マウス（図5d）。 HFD給餌は、オスとメスのマウスのCPT活動も増加させました（それぞれ13％と18％）。 HCF1は、HFDによって誘発されたCPT活性の増加を逆転させ、抑制の程度は、雄マウス（すべての試験用量で）で72％、雌マウス（HCF1 L）で100％でした（図5d）。

図5–ND給餌およびHFD給餌マウスから分離された骨格筋の代謝酵素活性に対するHCF1の影響。 骨格筋のPFK、CS、-HAD、およびCPTの活動は、「材料と方法」で説明されているように測定されました。 データは、NDコントロールに対するパーセントコントロールで表されました[コントロールPFK活性（mU / mgタンパク質）：男性= 19。5±1.1、女性= 14。1±0。7 ; コントロールCS活性（mU / mgタンパク質）：男性= 30。6±1.3、女性= 36。8±3.6; コントロール-HAD活性（mU / mgタンパク質）：男性= 13。5±0。6、女性= 16。8±0。6; コントロールCPT活性（mU / mgタンパク質）：男性{{30}}。0±0。3、女性= 3。0±{ {39}}。1]。 記載されている値は平均±SEM、n= 15です。 *NDコントロールとは大幅に異なります。 ＃HFDコントロールとは大幅に異なります（p <>

3.6。 マウス骨格筋のミトコンドリアRCRに対するHCF1の効果

HFDは、マウス骨格筋のミトコンドリアRCRに検出可能な影響を与えませんでした（図6）。 ND給餌（オスで61〜69％、メスで66％）とHFD給餌（オスで73〜78％、67）の両方でミトコンドリアRCRが大幅に低下したことから明らかなように、HCF1治療によって誘発されたマウス骨格筋のミトコンドリア脱共役。それぞれの未処理の動物と比較した場合、雌の）マウスで–70パーセント（図6）。

図6–ND給餌およびHFD給餌のオスとメスのマウスの骨格筋におけるミトコンドリアRCRに対するHCF1の効果。 ミトコンドリアのRCRは、「材料と方法」で説明されているように測定されました。 データは、NDコントロールに対するパーセントコントロールで表されました。 記載されている値は平均±SEM、n= 15です。 *NDコントロールとは大幅に異なります。 ＃HFDコントロールとは大幅に異なります（p <>

3.7。 マウス骨格筋から分離されたミトコンドリアのUCP3発現に対するHCF1の効果

UCP3発現に対するHCF1の影響も調べて、HCF1-誘発性の体重減少におけるミトコンドリア脱共役の関与の可能性を調査しました。 HCF1 Hの2-週間の治療は、雄マウスのマウス骨格筋から分離されたミトコンドリアのUCP3レベルを有意に上昇させ、未治療の対照と比較した場合、刺激の程度は67％でした（図7）。

図7–マウス骨格筋から分離されたミトコンドリアのUCP3発現に対するHCF1の影響。 雄マウスにHCF1Hを14日間連続して胃内投与した。 材料と方法に記載されているようにミトコンドリアを単離し、UCP3発現をウエスタンブロット分析によって測定した。 データは定量化され、未処理のコントロールに対するパーセントコントロールで表されました。 記載されている値は平均±SEM、n= 4です。 *未処理のコントロールとは大幅に異なります。

3.8。 ND給餌およびHFD給餌マウスへの影響に関するHCF1とCTの比較

HCF1によってもたらされる体重減少効果の根底にあるメカニズムをよりよく理解するために、ND給餌およびHFD給餌の雄マウスに対する胆汁酸封鎖剤であるCTの効果も研究されました。 CTとHCF1の両方が、実験の8-週間のコース中にNDによって誘発された体重増加を完全に抑制しました。 どちらの治療も、HFDによる体重増加、内臓脂肪指数、血漿グルコース/ TG / TC、および肝臓のTG / TCレベルに対する抑制効果をもたらし、CTの効果がより顕著でした（表1）。 HFDを与えられたマウスでのみ血漿HDL/LDL比を増加させたHCF1とは異なり、CTは、NDを与えられたマウスとHFDを与えられたマウスの両方で血漿HDL / LDL比を有意に上昇させました（それぞれ58％と17％）。それぞれの未処理のNDコントロール（表1）。 さらに、HCF1は、未処理のNDコントロールと比較した場合、ND給餌（54％）とHFD給餌（14％）の両方の雄マウスの骨格筋のPFK活性を増加させましたが、CTはND給餌マウスで検出可能な効果を生み出しませんでした。 HFDによって誘発されたPFK活性の低下を、NDを与えられたマウスの対照値に戻すことしかできませんでした（表1）。 CTとHCF1の両方の治療は、雄マウスの-HAD（それぞれ61％と60％）とCPT（それぞれ122％と72％）の活動のHFD誘発性の増加を逆転させました（表1）。 HCF1はミトコンドリアの脱共役を誘発しましたが、NDとHFDを与えられたオスのマウスの両方でミトコンドリアのRCR値が大幅に減少したことから明らかなように、CTはミトコンドリアの脱共役に検出可能な影響を与えませんでした（表1）。

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From：'Cistanches Herbaは、おそらくミトコンドリアの脱共役を介して、高脂肪食誘発性肥満マウスの体重増加を減少させます'Hoi Shan Wongetal。

---機能性食品ジャーナル10（2014）292–304