ケルセチンは2型糖尿病のラットの心筋の酸化還元状態を改善します

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目的。 新たなデータは、酸化ストレス2型糖尿病（T2DM）の心血管疾患の病因と密接に関連しています。 本研究は、人間の食事に最も豊富なフラボノイドの効果を評価することを目的としましたケルセチン（Q）T2DMのラットの心筋酸化還元状態について。

メソッド。 T2DMは、高カロリー食（14週間）および4週間の食餌で2週間に1回、2週間のストレプトゾトシン（25 mg / kg体重）注射によって雄ウィスターラットに誘発されました。 Qは、最後のストレプトゾトシン注射後8日目から8週間、10または50 mg/kg体重の強制経口投与により胃内投与されました。 対照ラットはクエン酸緩衝液を投与され、最後のSTZ注射の7日後に、すべての動物で基礎グルコースレベルが測定された。

結果。 Qの投与は、糖尿病ラットのインスリン感受性を増加させ、50 mg / kg bwの用量でより顕著な効果を示しました。Qはまた、糖尿病動物の心臓ミトコンドリアのフリーラジカル酸化を減少させ、したがって、用量での高度な酸化タンパク質生成物の形成を制限しました。依存する方法で、使用される用量とは無関係に、心臓ミトコンドリアにおける抗酸化酵素（スーパーオキシドジスムターゼ、グルタチオンペルオキシダーゼ、グルタチオンレダクターゼ）の活性を正規化した。 さらに、両方の用量のQは、2型糖尿病ラットの酸化ストレスの発生を防ぎました心筋細胞NADPHオキシダーゼとキサンチンオキシダーゼの活性を低下させることによって。

結論。 調査結果は、10 mg/kgと50mg/ kgの両方の用量のQが、糖尿病ラットの心筋細胞における酸化ストレスの発生から保護できることを示しています。 現在のデータは、Qの使用が2型糖尿病患者の心血管リスクの改善に寄与する可能性があることを示しています。

キーワード：ケルセチン、2型糖尿病、心筋細胞、酸化ストレス

糖尿病糖尿病（DM）は、21*世紀で最も急速に成長している世界的な健康緊急事態の1つです。 国際糖尿病連合によると、2019年には世界中で4億6300万人が糖尿病を患っており、この数は2045年までに7億人に達すると推定されています。 DMのない個人と比較した糖尿病患者の割合（IDF糖尿病アトラス2019）。

DMは、冠状動脈疾患や高血圧とは無関係に、心筋の構造と機能に特定の変化を引き起こすことが知られています。DCMは、拡張型心筋症とそれに続く収縮機能の異常によって現れ、心不全を引き起こす可能性があります。 （Liu et al.2014）。 DCMでの心筋細胞の代謝障害（肥大、炎症、アポトーシス、線維症）は、酸化ストレスの発生と密接に関連していることも知られています（Kayama et al.2015）。

スーパーオキシドアニオン、ヒドロキシルラジカル、過酸化水素などの活性酸素種（ROS）は、心臓の生理学と病気の両方で重要な役割を果たす重要なシグナル伝達分子です。 NADPHオキシダーゼ（NOX）、キサンチンオキシダーゼ（XO）、シクロオキシゲナーゼ、およびシトクロムP450酵素を含む細胞質源と、呼吸鎖およびモノアミンオキシダーゼなどのミトコンドリア源の両方が細胞内ROSプールに寄与します。 生理学的条件下で、心臓のROSシグナル伝達は、心臓の発達と心筋細胞の成熟、心臓のカルシウムの取り扱い、興奮と収縮の結合、および血管の緊張を調節します。 しかし、調節されていないROS産生の病的状態は、ROSレベルの上昇につながり、その結果、酸化ストレスDNA、タンパク質、脂質の酸化的損傷、ミトコンドリアの機能障害、細胞死を介して（Peoples et al.2019）。 確かに、調節不全のROS産生と酸化ストレスは、糖尿病性心筋症を含む多くの心臓病に関係している（Ritchie and Abel2020）。

ミトコンドリアによる過剰なROS産生は、興奮-弛緩サイクルの調節に関与する酵素およびイオンチャネルの酸化的修飾によって心筋の収縮機能に直接影響を与える可能性があります（Brown and Griendling 2015; Bai et al.2016）。 ROSは心筋細胞の増殖を刺激し、線維芽細胞とマトリックスメタロプロテイナーゼを活性化します。これにより、心筋の肥大とリモデリングが起こり、心不全が形成されます（DOria et al.2020）。 したがって、ROSの過剰産生を減らすことを目的とした薬理作用は、糖尿病性心血管合併症の予防と矯正に有効である可能性があることが示唆されています。

現在、天然ポリフェノール、特にフラボノイドの食事摂取は、糖尿病や心血管疾患のリスクを減らすことができ、保護メカニズムはフラボノイドの抗酸化作用と抗炎症作用に依存するだけでなく、それらを含む可能性があることが確立されています血糖、ブドウ糖利用、およびインスリン分泌に影響を与える特性（Ghorbaniet al.2019; Lutz et al.2019）。

ケルセチン（Q; 3,5,7、34-ペンタヒドロキシフラボン）は、人間の食事で最も豊富なフラボノイドです。 Qには、炎症、糖尿病、心血管疾患に関与する経路への影響など、さまざまな生物学的機能があります（Zahedi et al.2013）。 いくつかの研究は、Qの抗糖尿病効果のメカニズムを示しています。

脂質過酸化の減少、抗酸化酵素（例えば、スーパーオキシドジスムターゼ、SOD;グルタチオンペルオキシダーゼ、GPX;カタラーゼ、CAT）の活性の増加、トランスポーターGLUT2などの不活性化による腸でのグルコースの吸収の減少（Shi et al.2019; Salehi et al.2020）。 分化に対するQの心臓保護効果心筋細胞マイトジェン活性化プロテインキナーゼおよびプロテインキナーゼBシグナル伝達経路の不活性化により、も示されています（Daubney et al.2015）。

糖尿病における心臓保護作用のメカニズムを理解することに専念する将来の研究は、糖尿病治療の改善に貢献する可能性があります。

本研究の目的は、2型糖尿病（T2DM）のラットの心筋細胞の酸化還元状態に対するケルセチンの効果を研究することでした。

材料および方法

化学薬品。 使用したすべての化学物質は分析試薬グレードの品質であり、Sigma Chemical Co.（セントルイス、ミズーリ州、米国）から購入しました。 ケルセチンは、PJSCSICBorshchahivskiy Chemical-Pharmaceutical Plant（Kyiv、ウクライナ）から提供され、最低96.5パーセントの活性物質を含んでいました。

実験計画。 本研究は、「ウクライナ国立医科学アカデミーのV.ダニレフスキー内分泌病理学問題研究所」（ウクライナ、ハルキウ）の生命倫理委員会によって承認され、脊椎動物の保護に関する欧州条約に従って実施された。実験およびその他の科学的目的に使用されます（Strasbourg、1986）。

実験は、22±1の温度でプレキシグラスケージ（ケージあたり3匹の動物）に収容された32匹のオスのウィスターラット（12-週齢、200-230 g体重、体重）で実施されました。一定の12-時間の明/暗サイクルでの摂氏。

複数の低用量ストレプトゾトシン（STZ）注射と組み合わせた高カロリー食によって誘発されたT2DMの動物モデルを使用した。 このモデルは、T2DMの2つの主要な機能の開発を提供します。高カロリーの食事はインスリン抵抗性を開始し、低用量のSTZはインスリン分泌の軽度の障害を誘発します。 したがって、このモデルは、疾患イベントの自然史（インスリン抵抗性から細胞機能障害まで）およびヒト2型糖尿病の代謝特性を模倣しています（Skovso2014）。

対照の無傷のラット（n =8）に標準食を14週間与えた。 実験用ラット（n =24）には、15パーセントのラード、25パーセントのスクロース、1パーセントの胆汁酸塩、および59パーセントの標準飼料を含む高カロリー食を14週間与えました。 動物は水を自由に摂取できた。 4週間で、実験ラットに腹腔内（STZ（25 mg / kg体重）を週1回2週間注射した（Lin et al。2010）。対照ラットは同じスキームに従ってクエン酸緩衝液を投与した。7日後最後のSTZ注射では、すべての動物で基礎グルコースが測定され、実験ラットは3つのグループに分けられました：未治療の糖尿病ラット（糖尿病、n =8）とQinで10 mg / kg体重の用量で治療された糖尿病ラット（糖尿病プラスQ10、n =8）または50 mg / kg体重（糖尿病プラスQ50、n =8）1日1回、糖尿病誘発後8週間、胃内に強制経口投与。未治療の糖尿病ラットは、同じスキームで車両を投与されました。 。

動物は倫理委員会のプロトコルに従って犠牲にされた。

血糖恒常性の測定。 腹腔内インスリン耐性試験（IPITT）は、一晩絶食したラットで実施されました。 血糖値は最初に基礎状態（{{0}}分）で測定され、次に動物にaniが与えられました。 p。 インスリン0.25U/ kg体重（Actrapid、Novo Nordisk、Agsvaerd、デンマーク）の注射に続いて、ブドウ糖（2 g / kg）の腹腔内注射（Bowe et al.2014）。 続いて、グルコース負荷後15、30、60、90、および120分に、グルコース分析器Eksan-G（Analita Firm Joint Stock Company Ltd.、Vilnius、Republic of Lithuania）を使用して尾部血糖値を測定した。

ミトコンドリアの分離。 ミトコンドリアは従来の手順で分離されました。 新たに切除したラットの心臓を、{{0}}。18 M KCl、10 mM EDTA、0.5％ウシ血清アルブミン（BSA）、10 mM HEPES、pH7.4を含む培地でホモジナイズしました。 500gで2回の遠心分離による核（4度で10分）。 ミトコンドリアを10000g（4度で15分）で上清からペレット化し、分離バッファーに再懸濁しました。

ミトコンドリア後の上清画分をXOおよびNOX活性の測定に使用しました。 EDTAとアルブミンを除去するために、ミトコンドリアペレットを1 0 000g（15分、4度）で遠心分離し、0.18 MKClと10mMHEPES（pH7.4）を含む洗浄バッファーに2回再懸濁しました（DiLisa et al.1994） 。

分光光度法。 すべての分光光度法は、ダブルビームUV-VIS分光光度計Shimadzu UV -1800（島津製作所、京都、日本）を使用して実施しました。

高度な酸化タンパク質製品（AOPP）の測定。 AOPPレベルの決定は、Witko-Sarsatらの修正された方法によって実行されました（Sagor et al.2 0 15）。 心臓ミトコンドリア（0。2 mgタンパク質）を0.1％Triton-X100で処理し、PBS（pH7.4）溶液で希釈しました。KI（1.16 M）をアッセイ培地に添加し、2分後に添加しました。氷酢酸の添加による。 反応混合物の吸光度を、ブランクに対して340nmで直ちに読み取った。 AOPP濃度は、nmol相当のクロラミンT/mgタンパク質として表されました。

酵素活性の測定。 NOX活性は、SOD阻害性フェリチトクロームc還元を使用したミトコンドリア後上清画分によるNADPH依存性O2産生として調べられました（Li et al.2002）。 心臓ホモジネートのミトコンドリア後画分（1 mgタンパク質）に10 mM Tris-HCl（pH7.8）、500μMチトクロームc、100μM NADPHを添加し、200 U /mlSODの有無にかかわらず37℃で30分間インキュベートしました。 シトクロムの減少は、550 nm（8=21 mM -1 cm-）での吸光度を読み取ることによって測定されました。

XO活性は、キサンチン（最終濃度360μM）の添加後、37度で心臓ホモジネート（1 mgタンパク質）のミトコンドリア後画分を含む空気平衡化PBS（pH7.4）溶液で、変化による尿酸産生を測定することによりアッセイしました。 295nmでの吸光度（e =9500 M-'cm-'）（Lee et al.2014）。

ミトコンドリア懸濁液中のMn-SOD活性は、O2ジェネレーターとしてのキサンチン-XOシステムによって引き起こされるニトロブルーテトラゾリウム（NBT）還元の阻害によって検出され、560nmでの吸光度が最終的に決定されました。 反応混合物には、心臓ミトコンドリア（0。0 2 mgタンパク質）、0 .05M炭酸緩衝液（pH10.2）、0.1 mM EDTA、0.1 mMキサンチン、25μMNBT、1が含まれていました。 mU /mlXO。 結果は、mgタンパク質あたりのSOD活性の任意単位（au）で表されました。 1つは、NBT還元率の50％阻害を引き起こす酵素量を推定します（Wang et al.2018）。

グルタチオンレダクターゼ（GR）活性は、酸化型グルタチオン（GSSG）還元の反応における340nmでのNADPHの酸化を追跡することによって測定されました。 反応を実行するために、心臓からのミトコンドリア（0。1 mgタンパク質）を、20 mM Tris-HCl（pH7.4）、0.25を含むアッセイバッファー中で37度で10分間インキュベートしました。 mM EDTA、10μMFAD、3mMGSSGおよび0.1mMNADPH（Raza and John2004）。

GPX活性の推定は、基質として還元型グルタチオン（GSH）を使用してtert-ブチルヒドロペルオキシド分解を触媒する酵素の能力に基づいて行われました。 反応混合物（pH7。0）には、心臓ミトコンドリア（0 .1 mgタンパク質）、0。56 mM NADPH、1。0 U / ml GR、7.5mMナトリウムが含まれていました。アジ化ナトリウム、5 mM GSH、5mMEDTAおよび0。05Mリン酸緩衝液。 反応を開始するために、tert-ブチルヒドロペルオキシド（23mM）を加えた。 GSSG形成の速度は、340 nmでのプローブの吸光度の減少からGR反応によって決定されました（Antunes et al.2002）。

サンプル中のタンパク質含有量の測定。 ミトコンドリアタンパク質は、BSAを標準として、Millerによって修正されたLowry法によって決定されました（Lowry et al.1951; Miller1959）。

統計分析。 データは、平均±平均の標準誤差（SEM）として表されます。 シャピロ-ウィルク検定は、データ分布の正規性を検定するために使用されました。 正規分布のデータを多重比較するために、パラメトリック一元配置分散分析（ANOVA）を実行し、Student-Newman-Keuls法を使用して平均の差を検定しました。 値はpで統計的に有意であると見なされました<>

結果

高カロリー食を与え、STZを注射したラットの血糖値は対照群よりも有意に高いことを明らかにしました（表1）。さらに、IPITT中に得られた血糖曲線下面積（AUC）はほぼ糖尿病の動物では、対照動物と比較して3倍大きい（表1、図1）。これらのデータは、実験ラットにおける相対的なインスリン欠乏とインスリン抵抗性の発生を確認します。

Qの投与は、糖尿病動物の基礎高血糖に有意な影響を与えませんでした。 ただし、QはT2DMのラットのインスリン感受性に用量依存的に影響を及ぼし、IPITTAUCは10mg/ kgの薬剤を投与された実験群で27％減少し、50 mg / kgのQを投与された群では41％減少しました。ビヒクルを投与された動物へ（表1、図1）。

実験ラットの心臓ミトコンドリアのAOPPレベルは66％増加し、2型糖尿病における酸化ストレスの発生を確認しました（図2）。 投与により、糖尿病動物の心臓におけるAOPP蓄積が低下しました。薬の投与量について。 50 mg / kgのQを投与された実験群では、AOPPの濃度が対照群のレベルまで低下し、Qの抗酸化特性が示唆されました（図2）。

図3に見られるように、T2DMのラットの心臓ミトコンドリアの酸化ストレスは、抗酸化酵素-Mn-SOD、GPO、およびGRの誘導された活性を伴っていました。 両方の用量でのQ投与は、糖尿病動物で研究された抗酸化酵素の活性を対照群のレベルに正常化しました（図3）。

T2DMは、実験ラットの心臓ホモジネートのミトコンドリア後画分において、心筋細胞におけるO2の2つの主要な細胞質ゾル源であるNOXおよびXO活性の65％および52％の増加とそれぞれ関連していることがわかりました（図4）。 Qの使用は、用量とは無関係に糖尿病動物の心臓におけるNOXおよびXO活性の正常化をもたらしました（図4）。

討論

現在、フリーラジカルの生成と利用の不均衡による持続的な増加として定義される酸化ストレスは、糖尿病性心血管合併症のさまざまな病原性経路を組み合わせた普遍的なメカニズムであると考えられています（Huynh et al.2014）。

高血糖によって誘発される酸化ストレスは、2型糖尿病の病因において主要な役割を果たします（Shah and Brownlee2016）。 T2DMの主な病理学的特徴は、インスリン分泌の低下と末梢組織のホルモンに対する感受性の低下です。 私たちの研究の最初の段階では、高カロリー食を使用してラットのインスリン抵抗性をモデル化しました。 4週間の間に、高カロリー食を与えられたラットはそうでした。 p。 STZを注射すると、相対的なインスリン欠乏が再現されます。 IPITTにおける基礎血糖値の上昇とAUCの上昇は、モデル動物におけるインスリン欠乏とインスリン抵抗性の発症を示していました。

Qの投与は、糖尿病ラットの基礎高血糖のレベルに影響を与えませんでしたが、用量依存的にインスリン感受性を改善しました。 結果は、インスリン抵抗性を低下させるQの能力に関する他の研究からのデータと一致しています（Shi et al.2019）。 Qは、末梢組織でのグルコース利用を増加させ、肝臓のグルコース産生を減少させます。 フラボノイドは、AMP依存性プロテインキナーゼが関与するインスリン非依存性メカニズムを活性化すると報告されています。これは、骨格筋の原形質膜へのグルコーストランスポーターGLUT4の移行を刺激し、肝臓の主要な糖新生酵素（ホスホエノール-ピルビン酸カルボキシキナーゼおよびグルコース{{ 6}}ホスファターゼ）（Eid and Haddad 2017）。 Qによるインスリン感受性の改善は、ペルオキシソーム増殖因子活性化受容体の発現とは無関係に、白色脂肪組織でのアディポネクチン発現を増加させる能力に起因する可能性もあります（Wein et al.2010）。

Qの抗糖尿病効果は、グルコーストランスポーターGLUT2の不活性化（Gaueret al.2018）および腸の-グルコシダーゼ活性の阻害（Pereira et al.2011）によって腸でのグルコースの吸収を減らすことによっても実現できます。 さらに、Qは酵素1l-ヒドロキシステロイドデヒドロゲナーゼ-1を阻害することが示されています。これは、肝臓、脂肪組織、膵臓の糖質コルチコイドホルモンの作用に影響を与えることにより、肥満と2型糖尿病の発症に重要な役割を果たします。 -細胞（Torres-Piedra et al.2010）。

糖尿病合併症の発症と進行は、ROSの産生の増加によるものと考えられています（Kayama et al.2015）。心筋細胞では、ROSはミトコンドリアの電子伝達系（ETC）、NOX、XO（ツツイ）によって生成されます。 et al.2011）。 ミトコンドリアが2型糖尿病の主な酸化ストレスの原因であると主張することができます（Shah and Brownlee2016）。 ミトコンドリアにおける酸化ストレスの発生は、酸化還元感受性シグナル伝達経路の破壊、酸化的リン酸化とATP産生の減少、ミトコンドリアDNAの損傷、そして結果としてROS産生のさらなる増加を伴います。 その結果、それ自体を増幅する分子イベントの病原性カスケードは、アポトーシス促進性シグナル伝達経路の開始と細胞死につながります。 細胞代謝におけるミトコンドリアの重要性を考えると、それらの機能不全は、心血管病理学を含むさまざまな病気につながる可能性があります。 ミトコンドリア機能障害は、冠状動脈性心臓病、心筋症、心不全、脳卒中、および2型糖尿病の患者に発生します（Bai et al.2016）。

私たちの研究では、糖尿病ラットの心臓ミトコンドリアにおける酸化ストレスの発生は、AOPPの蓄積によって証明されています。 AOPPの濃度は、酸化ストレスの比較的新しいマーカーであり、細胞や組織内のタンパク質の全体的な酸化還元状態を反映しています。 AOPPは、DM、心血管疾患、高血圧、アテローム性動脈硬化症の患者で上昇すると報告されており（Conti et al.2019）、そのレベルはインスリン抵抗性および重度の糖尿病合併症の存在と相関しています（Gradinaru et al.2013; Tayloretal。 2015）。 酸化的タンパク質修飾は、糖尿病性心筋機能障害の発症に重要な役割を果たします。 タンパク質構造の酸化還元変化は、酵素の触媒サブユニットの解離、収縮性、励起-収縮カップリング、タンパク質フォールディング、抗酸化防御、代謝、および糖尿病性心臓におけるCa2 *処理に関与するタンパク質のアンフォールディング、凝集、または断片化をもたらす可能性があります（Varga et al.2015）。 AOPPが心筋細胞でアポトーシス促進性シグナル伝達を誘導し、DCMの発症につながることもわかっています（Zhang et al.2016）。

１０ｍｇ ／ ｋｇの用量でＱで治療された動物では、心臓ミトコンドリアにおけるＡＯＰＰの有意な減少が観察されたが、５０ｍｇ ／ ｋｇのＱの用量は、ビヒクルを投与されたラットと比較して、このマーカーを完全に正常化した。

ミトコンドリアにおけるQの抗酸化作用には、いくつかの主要なメカニズムが含まれる可能性があります。 フラボノイドは、構造内のBリングのヒドロキシル配置により、ROSを除去する能力があります（Kumar and Pandey2013）。 単離されたラット心臓ミトコンドリアのETCのミトコンドリア複合体IIで生成されたOの直接除去は、Qで示されています（Dudy-lina et al.2019）。 さらに、フラボノイドは、ETCの複合体IおよびIIIを阻害することにより、ミトコンドリアでのROSの形成を弱めることができます。 複合体I活性のQ阻害は、単離されたラット心臓ミトコンドリアでのH2O2産生を有意に減少させました（Lagoa et al.2011）。 さらに、フラボノイドによるミトコンドリアのROS生成の減少は、特に心臓ミトコンドリアにおいて、部分的な脱共役特性と関連していることがわかりました（Bernatoniene et al.2014）。 さらに、フラボノイドは、転写コアクチベーターPGC-laとその上流レギュレーターSIRT1の誘導を介してミトコンドリア生合成を刺激することが示されています。 後者は、ミトコンドリアのエネルギー代謝の調節と恒常性の維持に関与する一連の転写因子（NRF1、NRF2、およびエストロゲン関連-a）の刺激につながります（Kicinska and Jarmuszkiewicz2020）。

私たちの実験の結果、糖尿病ラットの心臓ミトコンドリアにおける酸化ストレスの増加は、抗酸化酵素（Mn-SOD、GPO、およびGR）の活性の誘導を伴っていました。 酸化ストレスに対する細胞防御の主要なメカニズムは、Keapl / Nrf -2-依存性シグナル伝達経路の活性化であり、そのタンパク質産物が解毒と除去に関与する遺伝子の発現を制御することは十分に確立されています。反応性酸化剤（Nguyen et al.2009）。 この点で、実験動物の心臓で観察された抗酸化酵素の誘導は、酸化還元恒常性を維持することを目的とした負のフィードバックの実施です。

両方の用量でのQの投与は、実験動物の心臓ミトコンドリアにおけるMn-SOD、GPO、およびGRの活性を、対照群と統計的に無関心な値まで減少させました。 Qは上記の酵素の活性を誘導することが知られていますが（Shi et al.2019）、私たちの結果は、T2DMの心筋細胞におけるQの抗酸化効果は、ROSの過剰産生を防ぐ能力とその結果としての抗酸化防御システムの刺激によるよりも、ミトコンドリアの機能障害。 以前は、Qの使用により、ミトコンドリアの酸化能力と、2型糖尿病のラットの心臓におけるクレブス回路のいくつかの酵素の活性が増加することが示されていました（Gorbenko et al.2019）。

上記のように、ミトコンドリアは心筋細胞におけるROSの主要な供給源ですが、唯一の供給源ではありません。 糖尿病の心臓における酸化ストレスの発生における2番目の重要な要因はNOXであり、NOX2とNOX4が主要な心筋アイソフォームです。 NOXの主な機能は、ROSを生成することです。 NOX2は原形質膜に局在し、アンジオテンシンII受容体などの細胞内酸化還元シグナル伝達に関与しますが、NOX4は特にミトコンドリア局在シグナルを持ち、構成的活性を示します（Cave et al.2005）。 ラット心筋細胞を初期糖化タンパク質とインキュベートすると、プロテインキナーゼC（PKC）に依存したNOX2の活性化を通じてROS産生が刺激されることが実証されています（Zhang et al.2006）。 さらに、心臓肥大、線維症、およびアポトーシスは、1型および2型糖尿病のマウスの心臓におけるNOX2のアップレギュレーションと関連していることがわかりました（Ritchie et al.2007; Huynh et al.2013）。 心筋細胞におけるROSの追加の供給源はXOであり、これはヒポキサンチンとキサンチンの尿酸への酸化を触媒し、その過程でOを電子受容体として使用し、OとH2O2を生成します。 糖尿病における酸化ストレスの発生に対するXO反応の寄与は十分に研究されていませんが、XO阻害剤はペーシング誘発性心不全のモデルにおいて心血管機能障害を改善することが示されました（Amado et al.2005）。 私たちの研究では、2型糖尿病は実験ラットの心臓のNOXおよびXO活性の有意な増加をもたらしました。 同時に、Q投与は用量とは独立して酵素の活性を正規化しました。 現在までに、いくつかの研究は、Qがそのサブユニットの発現を減少させ、細胞外刺激によるその活性化を防ぐことによってNOX活性を阻害する能力を示しています。 2番目のメカニズムは、PKCに対するフラボノイドの阻害効果による調節サブユニットp47phoxのリン酸化を減少させることによって実現できます（Redondo et al.2012; Jimenez et al.2015）。 さらに、Oとその代謝物は、XOの活性を選択的に阻害し、活性部位と結合した3環構造を形成し、酵素の触媒的に関連する残基と特定の水素結合相互作用を形成することが知られています（Taka-Hamaetal。 201l; Cao et al.2014）。

要約すると、我々の研究は、用量依存的にQが、2型糖尿病のラットの心筋ミトコンドリアにおけるフリーラジカル酸化を減少させ、AOPP形成を制限することを示しました。 さらに、10 mg/kgと50mg/ kgの両方の用量のQは、糖尿病ラットの心臓における酸化ストレスの発生を防ぎ、NOXおよびXO活性を低下させました。 得られたデータは、Qの使用が2型糖尿病における心血管リスクの改善に寄与する可能性があることを示唆しています。