関連する研究によると、カンサスは「寿命を延ばす奇跡のハーブ」として知られる一般的なハーブです。 その主成分は、シスタノシドなど様々な効果があります。抗酸化物質, 抗炎症薬、と免疫機能の促進。 間のメカニズムカンクンと美白カンクサの抗酸化作用にあり配糖体。 人間の皮膚のメラニンは、次の物質によって触媒されるチロシンの酸化によって生成されます。チロシナーゼ、酸化反応には酸素の関与が必要なため、体内の酸素フリーラジカルが重要な要素になりますメラニン生成に影響を与える。 シスタンケには抗酸化物質であるシスタノシドが含まれており、体内のフリーラジカルの生成を減らすことができます。メラニンの生成を抑制する.

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1. はじめに

過酸化カルバミド (CP) は、歯のホワイトニングの有効成分です [1]。 この化合物は過酸化尿素または過酸化水素尿素として知られています。 CP は最初、歯周病や歯肉炎の治療のための抗炎症剤および消毒剤として使用されました [2、3]。 ただし、治療中に歯の白化が副作用として発生しました[4]。 CP のホワイトニング作用は、エナメル質と象牙質の過酸化物と有機色素分子が関与する化学酸化プロセスによって生じます。 色素分子の構造の変化により、分子がより透明で小さくなり、歯が白く見えました [5-7]。 健康な白い歯の審美性への関心の高まりにより、歯のホワイトニング処置の人気が高まり[8]、CPを含む歯のホワイトニング製品が広く使用されています。 口腔における CP の他の用途は、その抗菌作用と抗炎症作用によって歯垢、歯肉炎、う蝕を治療することです [9-11]。

その魅力的な特性にもかかわらず、CP は化学的に不安定です [12]。 光と熱に非常に敏感です[13]。 これらの要因は保管時の CP 劣化の主な原因であり、歯のホワイトニング効率の低下をもたらします [14]。 CP の劣化を防ぐために、多くの安定剤や劣化防止剤が使用されています。 しかし、安定剤の有効性はさまざまであり、高価である、発泡を防ぐことができない、望ましくない色を与える、または十分な溶解度を欠くなどの欠点があります[15]。 歯の美白剤を含む水性製剤は、長期保存中に安定性が低いという深刻な欠点を示し [16]、製品の歯の美白効果が失われることになります [17]。

製薬技術の発展により、安定性の低さなどの薬剤の問題を克服するための機能性製剤の製造が可能になった[18]。 エレクトロスピニング技術による、ナノ範囲の直径を有する乾燥形態のナノ繊維フィルムへの薬物のカプセル化は、その簡単さ、高い表面積対体積比を有する不織ナノ繊維フィルムを製造する能力により、現在大きな関心を集めている。 、低コスト、スケールアップ生産が可能 [19,20]。 エレクトロスピニングされたナノ繊維フィルムは、活性化合物を適切なポリマーまたはポリマー混合物と組み込むことができる実行可能な製剤です。 CP が、特に水系では非常に不安定であることを考慮すると、ナノ繊維フィルムなどの固体製剤による薬物送達が、この薬剤の送達の良い候補となるはずです。 さらに、ナノ繊維フィルム製剤は、その使用の利便性により、患者のコンプライアンスを高めることができます[21]。

最近、我々は、CP を充填したナノ繊維フィルム (CP-F) を歯のホワイトニング用のエレクトロスピニング技術によって製造できることを報告しました [22]。 ポリビニル アルコール (PVA) は、エレクトロスピニングによるナノ繊維フィルム製造の基礎溶液として使用されました。 ポリビニルピロリドン (PVP) とシリカは CP の安定化に役立ち、プロセス中の CP 分解を防ぐための薬物担体として使用されました。 開発されたCPナノファイバーフィルムは、高い薬物捕捉効果と歯の美白効果を示しました。 しかし、開発されたCP-FにおけるCPの安定性はまだ包括的に調査されていません。 したがって、モニタリングを予測し、妥当性と理想的な保管条件を決定するために、この新規製剤の安定性テストが必要です。 製剤の安定性試験は、製剤の品質と、温度、光、湿度などの環境要因の影響の証拠を提供する可能性があります[23]。 この証拠は、適切な製造プロセスの開発、パッケージングおよび保管条件の選択に適用できます。 したがって、本研究は、CP-F をさまざまな条件に保管した後の CP の安定性を調査することを目的としました。 開発された製品の半減期と保存期間を推定するために、分解速度が研究されました。 CP-F の物理化学的特性が特徴付けられ、CP の安定化に対する CP-F の効率を評価するために、CP-F に残存する CP の量が測定されました。

2。材料と方法

2.1. 材料

2.2. CP-Fの準備

CP-F の調製は、以前の研究 [22] で報告された手順に従って行われました。 簡単に説明すると、PVA、PVP、シリカ、CP、および水の重量比が 5.5:3:1:0.5:90 で構成される CP 溶液を、PVA と PVP を溶解することによって最初に調製しました。蒸留水を加え、70℃で12時間継続的に撹拌した。 調製した PVA-PVP 溶液を室温まで冷却しました。 シリカとCPを秤量し、1パーセントのN,N-ジメチルホルムアミドに分散させました。 その後、CP の最終濃度が 0.5 パーセントになるまで、調製した PVA-PVP 溶液をこの溶液に加えました。 透明な溶液が得られるまで、サンプルを穏やかに撹拌した。 このＣＰ溶液をエレクトロスピニングに使用した。 CP-Fの作製にはエレクトロスピニングプロセスを実行しました。 このセットアップは、高電圧電源 (FC シリーズ Glassman 高電圧安定化 DC 電源、米国ニュージャージー州ハイブリッジ)、ポンプに接続されたシリンジ (Harvard Apparatus Pump 11 Elite Syringe Pumps、米国マサチューセッツ州ホリストン) で構成されました。 、およびアルミホイルで覆われた固定金属コレクター（VWR International、ラドナー、ペンシルバニア州、米国）。 エレクトロスピニング用に調製した CP 溶液を、ステンレス鋼の針 (Hamilton 2.5 mL、Model 1005 TLL SYR、Hamilton Metal Hub Needles、Bonaduz、スイス) が取り付けられたシリンジに移し、10 μL/分の流量で水平にポンプで送りました。 。 エレクトロスピニングは15 kVに設定し、シリンジ先端とコレクタープレートの間の距離は10 cmでした。 さらなる試験の前に、得られた CP-F を 10 mm × 50 mm に切断し、マイクロメーター (INSIZE 3203-25A、蘇州、中国) を使用して 10 点の厚さを測定しました。 厚さの値は、デジタルカメラ（ZEISS Axiocam 105 カラー）を備えた光学顕微鏡（Axio Vert.A1 FL-LED、ZEISS、オーバーコッヘン、ドイツ）によって確認されました。 サンプルを断面方向に切断し、スライドガラス上に垂直に固定した。 サンプルの顕微鏡写真を倍率 5 倍で検査し、Image J ソフトウェア (米国国立衛生研究所、ベセスダ、メリーランド州、米国) によって厚さを測定しました。 ポリマー溶液中のＣＰ（ＣＰ－Ｐ）は、５．５パーセントのＰＶＡ、３パーセントのＰＶＰ、および１パーセントのシリカを含むポリマー溶液にＣＰを溶解して、最終ＣＰ濃度が５パーセントになるように調製した。 CP 水溶液 (CP-W) は、CP を蒸留水に溶解して、CP-P と同じ CP の最終濃度を得ることによって得られました。 ＣＰの量は、高速液体クロマトグラフィー（ＨＰＬＣ）を使用して分析した。

2.3. HPLC分析

サンプル中に残留する CP を測定するために、HPLC (Hewlett Packard シリーズ 1100、Agilent Technologie、サンタクララ、カリフォルニア州、米国) を実行しました。以前のレポート [24] の HPLC 条件は次のとおりです。いくつかの変更を加えて使用されます。 簡単に説明すると、0.1 g のサンプルを 10 mL の脱イオン水に溶解し、SorvallTM ST16R 遠心分離機 (Thermo Fisher Scientific、米国マサチューセッツ州ウォルサム) を使用して溶液を遠心分離しました。 1{{30}}、000 rpmの速度で15分間。 収集したサンプル 1000 μL を 0.1 M トリフェニルホスフィン 1000 μL と混合し、遮光しながら 2 時間撹拌しました。 測定は 25 ± 0.2 °C で実施されました。 逆相カラム (4.6 mm × 250 mm Hypersil ODS Agilent Technologies、サンタクララ、カリフォルニア州、米国) を使用し、225 nm で検出しました。 注入量は10μLでした。 アセトニトリル対水の異なる比率の移動相を流速 1.0 mL/min で流しました。 実行時間の開始時、6.5 分までは 50:50 の体積比が使用されました。 その後、移動相比を 100:0 に変更しました。 10 分で、25 分の完全実行時間に達するまで、移動相比を 50:50 に戻しました。 検量線は、50 ～ 200 μg/mL の範囲の CP 水溶液を使用して作成しました。 相関係数 (r 2 ) 0.9997 の直線標準曲線が得られました。 残りの CP 量は式 (1) を使用して計算されました。

2.4. CP の分解速度に対する温度と紫外線の影響

2.5. 長期保管後のCP-Fに対する温度と湿度の影響

2.6. 測色

CP-F の色は、比色計 (Fru WR10 携帯型精密比色計、深セン波光電子技術有限公司、中国深セン) を使用して分析されました。 測定値は、CP-F の表面上の 3 つの異なる点から取得されました。 色測定の結果は、CIE (国際委員会宣言) の L*a*b* 座標値に基づいて評価されました。ここで、L* は 0 (ゼロ) から 100 (白) の範囲の明度を表し、a* と b* は明るさを表します。それぞれ、緑-赤の度合いと青-黄色の色座標の度合い[25]。 正の a* 値は赤の程度を示し、負の a* 値は緑の程度を示します。 正の b* 値は黄色の程度を示し、負の b* 値は青色の程度を示します。 a* および b* 座標の中心は無彩色であり、a* および b* の値の増加は色の彩度を表します。 CP-FのL*a*b*値を測定した。 初期の CP-F の色と保存後 12 か月後の CP-F の色の変化を評価するために、式 (2) を使用して総色差 (ΔE) を計算しました。 ΔE 値は色の視覚認識に関係します。 ΔE 値が 1 未満の場合、色の変化は見えません。ΔE 値が 1 ～ 3 の場合、わずかな色の変化が見えます。ΔE 値が 3 を超える場合、色の変化は見えます。 色の測定は、各保管条件で 3 つの独立したサンプルから 5 点で実行されました。

2.7. 形態学の研究

2.8. 内部構造調査

2.9. 熱挙動の調査

2.10. 分子相互作用の研究

2.11. 機械的特性の調査

CP-F の機械的特性は、テクスチャ アナライザー (TA.XT Plus、テクスチャ アナライザー Stable Micro Systems、サリー、英国) を使用して、以前に記載された方法 [26] にいくつかの修正を加えて評価されました。 試験前に、テクスチャ アナライザーは 5 kg のロード セルで校正され、引張グリップ (A/TG) が装備されました。 CP-Fを0.5cm×5.{7}}cmの長方形に切り出しました。 サンプルをグリップの間にクランプしました。 グリップ間の初期長さは３ｃｍに設定された。 試験速度は 1 mm/s、トリガー力は 5 g でした。 サンプルが破損するまでサンプルを引っ張りました。 破断点での力と伸びの値を記録しました。 測定は、各保管条件からの 3 つの独立したフィルム サンプルを使用して行われました。 フィルムの機械的特性は、引張強度 (σ)、破断点伸び (ε)、およびヤング率 (E) によって特徴付けられ、それぞれ式 (3) ～ (5) を使用して計算されます。

ここで、F はフィルムが破断するときの最大力 (N)、A はサンプルの断面積 (cm2)、ΔL はサンプルの伸び、L0 はサンプルの元の長さです。サンプル(cm)。

2.12. 粘膜付着特性の調査

テクスチャ分析装置 (TA.XT Plus Texture Analyzer、Stable Micro Systems、サリー、英国) を利用して、以前に記載された方法 [22] に若干の変更を加えて CP-F の接着特性を調査しました。 試験前に、テクスチャーアナライザーは 5 kg のロードセルで校正されました。 CP-F は両面粘着テープを使用してプローブ (P 0.5 パースペックス、直径 0.5- インチ) に取り付けられました。 2cm×5cmのブタ腸粘膜片をスライドガラスに貼り付け、スタンド上に置きました。 人工唾液１ｍＬを滴下することにより粘膜表面を保湿した。 プローブを下げて粘膜表面に接触させた。 0.2 N の接触力を 60 秒の接触時間で加えた後、プローブを 1 mm/s の速度で引き抜きました。 Texture Exponent ソフトウェア (Stable Micro Systems、サリー、英国) を使用して接着力を測定しました。 実験は、各保管条件からのフィルムサンプルに対して 3 回実行されました。

2.13. 統計分析

3。結果と考察

製造されたほとんどの CP-F は均一な厚さを持っていることがわかりました。 マイクロメーターを使用すると、フィルムの平均厚さは 0.98 ± 0.10 mm でした。 図 1 に示す CP-F の光学顕微鏡による断面顕微鏡写真は、フィルムの厚さが 1.00 ± 0.05 mm であることを示し、これはマイクロメーターの結果でした。 得られた厚さ約 1 mm の CP-F を選択してさらに検討しました。

一般に、製剤中の CP の測定に使用される HPLC 分析は、トリフェニルホスフィンオキシドとトリフェニルホスフィンの選択性によって検証されました。 図 S1a に示すように、トリフェニルホスフィンオキシドとトリフェニルホスフィンの HPLC クロマトグラム ピークは、それぞれ 5.0 分と 10.5 分の異なる保持時間で示されました [27]。 トリフェニルホスフィンオキシドは、CP によるトリフェニルホスフィンの酸化から得られました [28]。 本研究では、トリフェニルホスフィンオキシドのピーク面積から CP を決定しました。 HPLC クロマトグラムに残ったトリフェニルホスフィンのピークにより、すべての CP が完全に反応したことが確認されました。 さらに、CP の過大評価につながる可能性のある他の要因による酸化干渉を制限するために、CP を含まないブランクサンプル中のトリフェニルホスフィンオキシドの測定を実行しました。その結果を図 S1b に示します。

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